Paper 2_CR-1511-1091

‫ﺗﺤﻘﻴﻘﺎت ﻏﻼت‬ ‫دوره ﺷﺸﻢ‪ /‬ﺷﻤﺎره اول‪ /‬ﺑﻬﺎر ‪(15-30) 1395‬‬

‫دا ‪ 7‬م ‪6‬ورز‬

‫وﻳﮋﮔﻲﻫﺎي ﺑﻴﻮﺷﻴﻤﻴﺎﻳﻲ و ﺑﻴﺎن ﺑﺮﺧﻲ از ژنﻫﺎي ﻣﺴﻴﺮ اﻛﺴﻴﺪاﺗﻴﻮ ﺗﺤﺖ ﺷﺮاﻳﻂ ﺗﻨﺶ‬ ‫ﺷﻮري در ﺑﺮﻧﺞ )‪(Oryza sativa L.‬‬ ‫ﻣﺠﺘﺒﻲ ﻛﺮدرﺳﺘﻤﻲ‪ ،1‬ﺑﺎﺑﻚ رﺑﻴﻌﻲ‪ *2‬و ﺳﻴﺪ ﺣﺴﻦ ﺣﺴﻨﻲ‬ ‫ﺗﺎرﻳﺦ درﻳﺎﻓﺖ‪94/6/21 :‬‬

‫ﻛﻮﻣﻠﻪ‪3‬‬

‫ﺗﺎرﻳﺦ ﭘﺬﻳﺮش‪94/10/19 :‬‬

‫ﭼﻜﻴﺪه‬ ‫در اﻳﻦ ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ‪ ،‬ﺑﻴﺎن ژنﻫﺎي ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻮن ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز )‪ (OsGpx‬و ﭘﺮاﻛﺴﻲ ردوﻛﺴﻴﻦ )‪ ،(OsPrx‬ﻣﻴﺰان ‪ H2O2‬و ﻣﻴﺰان آﻧﺰﻳﻢ‬ ‫ﮔﺎﻳﺎﻛﻮل ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز )‪ (POD‬در ارﻗﺎم ﺑﻮﻣﻲ )ﺣﺴﻨﻲ و ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ( و اﺻﻼح ﺷﺪه )ﺧﺰر و ﻧﻌﻤﺖ( ﺑﺮﻧﺞ اﻳﺮاﻧﻲ در واﻛﻨﺶ ﺑﻪ ﺷﻮري‬ ‫‪ 100‬ﻣﻴﻠﻲﻣﻮﻻر ارزﻳﺎﺑﻲ و ﺑﺎ دو رﻗﻢ ﺷﻨﺎﺧﺘﻪ ﺷﺪه و ﺑﻴﻦاﻟﻤﻠﻠﻲ ﻣﺘﺤﻤﻞ )‪ (FL478‬و ﺣﺴﺎس )‪ (IR29‬ﺑﻪ ﺷﻮري ﺑﻪﻋﻨﻮان‬ ‫ﺷﺎﻫﺪﻫﺎي آزﻣﺎﻳﺶ ﻣﻘﺎﻳﺴﻪ ﺷﺪﻧﺪ‪ .‬ﻧﺘﺎﻳﺞ ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ﻣﻴﺰان ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز )‪ (POD‬در زﻣﺎنﻫﺎي ﻣﺨﺘﻠﻒ در ارﻗﺎم ﻣﻮرد‬ ‫ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ﻣﺘﻔﺎوت و ﺗﺤﺖ ﺷﺮاﻳﻂ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري‪ ،‬ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آن در ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس ﻧﺴﺒﺖ ﺑﻪ ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﻴﺶﺗﺮ ﺑﻮد‪ .‬ﻋﻼوه ﺑﺮ آن‪،‬‬ ‫ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ در ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ در ﺳﺎﻋﺎت اﺑﺘﺪاﻳﻲ ﺗﻨﺶ و در ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس در ﺳﺎﻋﺎت اﻧﺘﻬﺎﻳﻲ ﺗﻨﺶ ﺑﻪ ﺣﺪاﻛﺜﺮ ﻣﻴﺰان ﺧﻮد‬ ‫رﺳﻴﺪ‪ .‬ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ﺑﻴﺎن ژن ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻮن ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز ﻧﻴﺰ ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ﺑﻴﺸﺘﺮﻳﻦ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در رﻳﺸﻪ ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ در ‪ 6‬ﺳﺎﻋﺖ‬ ‫ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﻣﺸﺎﻫﺪه ﺷﺪ و ﺳﭙﺲ در زﻣﺎنﻫﺎي ‪ 48 ،24 ،12‬و ‪ 72‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ‪ ،‬ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن ﺑﻪ ﻃﻮر ﻗﺎﺑﻞ‬ ‫ﻣﻼﺣﻈﻪاي ﻛﺎﻫﺶ ﻳﺎﻓﺖ‪ .‬در ﻣﻘﺎﺑﻞ‪ ،‬ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس در ﺗﻤﺎﻣﻲ زﻣﺎنﻫﺎي ﻣﻮرد ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ اﻓﺰاﻳﺶ ﻧﺸﺎن داد‪ ،‬اﮔﺮﭼﻪ‬ ‫ﺑﻴﺸﺘﺮﻳﻦ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن آن در ‪ 6‬و ‪ 12‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﻣﺸﺎﻫﺪه ﺷﺪ‪ .‬ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ژن ﭘﺮاُﻛﺴﻲ ردوﻛﺴﻴﻦ ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ‬ ‫ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ در ﺳﺎﻋﺎت اوﻟﻴﻪ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﻫﻴﭻ ﺗﻐﻴﻴﺮي ﻧﻜﺮد‪ ،‬اﻣﺎ در ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺎﻳﺎﻧﻲ اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ‬ ‫)‪ 72‬ﺳﺎﻋﺖ( ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن ﺑﻪ ﻧﺤﻮ ﭼﺸﻢﮔﻴﺮي اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ‪ .‬در ﻣﻘﺎﺑﻞ‪ ،‬اﻟﮕﻮي ﺛﺎﺑﺘﻲ ﺑﺮاي ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس ﻣﺸﺎﻫﺪه‬ ‫ﻧﺸﺪ‪ .‬ﻧﺘﺎﻳﺞ ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ در ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ‪ ،‬راﺑﻄﻪ ﻣﺴﺘﻘﻴﻤﻲ ﺑﻴﻦ ﻛﺎﻫﺶ ﻣﻴﺰان ‪ H2O2‬ﺑﺎ اﻓﺰاﻳﺶ ﺑﻴﺎن ژنﻫﺎ و ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢﻫﺎي‬ ‫آﻧﺘﻲاﻛﺴﻴﺪاﻧﺖ وﺟﻮد داﺷﺖ‪ .‬در ﻣﺠﻤﻮع ﻧﺘﺎﻳﺞ اﻳﻦ ﺗﺤﻘﻴﻖ ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ﻛﺎرﻛﺮد ﻣﺠﻤﻮﻋﻪاي از آﻧﺰﻳﻢﻫﺎي آﻧﺘﻲاﻛﺴﻴﺪاﻧﺖ ﻣﻲﺗﻮاﻧﺪ‬ ‫ﻣﻨﺠﺮ ﺑﻪ ﺳﻢزداﻳﻲ ﮔﻮﻧﻪﻫﺎي ﻓﻌﺎل اﻛﺴﻴﮋن ﺷﻮد و از اﻳﻦرو ﺟﻬﺖ درك ﻫﺮ ﭼﻪ ﺑﻬﺘﺮ ﻋﻮاﻣﻞ ﺳﻢزداي ‪ ROS‬ﺑﺎﻳﺴﺘﻲ ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ‬ ‫ﺟﺎﻣﻌﻲ روي ﻛﻞ ﺳﻴﺴﺘﻢ آﻧﺘﻲاﻛﺴﻴﺪاﻧﻲ ﮔﻴﺎه اﻧﺠﺎم ﺷﻮد‪.‬‬ ‫واژهﻫﺎي ﻛﻠﻴﺪي‪ :‬ﭘﺮاﻛﺴﻲ ردوﻛﺴﻴﻦ‪ ،‬ﮔﺎﻳﺎﻛﻮل ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز‪ ،‬ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻦ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز‪H2O2 ،‬‬

‫‪ -1‬داﻧﺸﺠﻮي دﻛﺘﺮي‪ ،‬ﮔﺮوه ﺑﻴﻮﺗﻜﻨﻮﻟﻮژي ﻛﺸﺎورزي‪ ،‬داﻧﺸﻜﺪه ﻋﻠﻮم ﻛﺸﺎورزي داﻧﺸﮕﺎه ﮔﻴﻼن‪ ،‬رﺷﺖ‪ ،‬اﻳﺮان‬ ‫‪ -2‬اﺳﺘﺎد‪ ،‬ﮔﺮوه زراﻋﺖ و اﺻﻼح ﻧﺒﺎﺗﺎت و ﺑﻴﻮﺗﻜﻨﻮﻟﻮژي ﻛﺸﺎورزي‪ ،‬داﻧﺸﻜﺪه ﻋﻠﻮم ﻛﺸﺎورزي داﻧﺸﮕﺎه ﮔﻴﻼن‪ ،‬رﺷﺖ‪ ،‬اﻳﺮان‬ ‫‪ -3‬اﺳﺘﺎدﻳﺎر‪ ،‬ﮔﺮوه ﺑﻴﻮﺗﻜﻨﻮﻟﻮژي ﻛﺸﺎورزي‪ ،‬داﻧﺸﻜﺪه ﻋﻠﻮم ﻛﺸﺎورزي داﻧﺸﮕﺎه ﮔﻴﻼن‪ ،‬رﺷﺖ‪ ،‬اﻳﺮان‬ ‫* ﻧﻮﻳﺴﻨﺪه ﻣﺴﺌﻮل‪[email protected] :‬‬

‫ﻛﺮدرﺳﺘﻤﻲ و ﻫﻤﻜﺎران‬

‫ﻣﻘﺪﻣﻪ‬ ‫ﺑﺮﻧﺞ ﻣﺘﻌﻠﻖ ﺑﻪ ﺧﺎﻧﻮاده ‪ Gramineae‬و ﺟﻨﺲ ‪Oryza‬‬

‫و ﺷﺎﻣﻞ ﺑﻴﺴﺖ ﮔﻮﻧﻪ ﻣﺘﻔﺎوت اﺳﺖ ﻛﻪ در اﻳﻦ ﻣﻴﺎن ﺗﻨﻬﺎ دو‬ ‫ﮔﻮﻧﻪ ‪ O. sativa‬و ‪ O. glaberrima‬زراﻋﻲ ﻫﺴﺘﻨﺪ و از‬ ‫ﺑﻴﻦ آﻧﻬﺎ ﮔﻮﻧﻪ ‪ O. sativa‬ﺑﻪ دﻟﻴﻞ ﺗﻮﻟﻴﺪ ﻣﺤﺼﻮل ﺑﺎﻻﺗﺮ‪،‬‬ ‫ﺑﻴﺸﺘﺮ ﻛﺸﺖ ﻣﻲﺷﻮد‪ .‬ﺑﺮﻧﺞ ﭘﺲ از ﮔﻨﺪم دوﻣﻴﻦ ﻏﻠﻪ ﻣﻬﻢ‬ ‫دﻧﻴﺎ ﻣﺤﺴﻮب ﻣﻲﺷﻮد‪.‬‬ ‫ﻣﺤﻴﻂﻫﺎي ﻃﺒﻴﻌﻲ در ﺑﺮدارﻧﺪه ﺗﻨﺶﻫﺎي زﻳﺴﺘﻲ و‬ ‫ﻏﻴﺮزﻳﺴﺘﻲ ﺑﺮاي ﮔﻴﺎﻫﺎن ﻫﺴﺘﻨﺪ‪ .‬ﮔﻴﺎﻫﺎن داﺋﻤﺎً در ﺑﺮاﺑﺮ‬ ‫ﺗﻐﻴﻴﺮات ﻣﺤﻴﻄﻲ ﻗﺮار دارﻧﺪ و ﭼﻨﺎﻧﭽﻪ اﻳﻦ ﺗﻐﻴﻴﺮات ﺷﺪت و‬ ‫ﺳﺮﻋﺖ زﻳﺎدي داﺷﺘﻪ ﺑﺎﺷﻨﺪ‪ ،‬آﻧﻬﺎ را ﺑﻪﻋﻨﻮان ﺗﻨﺶ ﺗﻠﻘﻲ‬ ‫ﻣﻲﻛﻨﻨﺪ )‪ .(Ciarmiello et al., 2011‬در ﮔﺰارش ﺳﺎل‬ ‫‪ 2007‬ﻓﺎﺋﻮ ذﻛﺮ ﺷﺪه اﺳﺖ ﻛﻪ ﺗﻨﻬﺎ ‪ 3/5‬درﺻﺪ از ﻣﻨﺎﻃﻖ‬ ‫دﻧﻴﺎ ﺗﺤﺖ ﺗﺄﺛﻴﺮ ﻓﺸﺎرﻫﺎي ﻣﺤﻴﻄﻲ ﻗﺮار ﻧﺪارﻧﺪ ) ‪FAO,‬‬ ‫‪ .(2007‬ﻛﺮاﻣﺮ و ﻫﻤﻜﺎران )‪(Crammer et al., 2011‬‬ ‫ﺗﻨﺶ را ﺑﻪﻋﻨﻮان ﻋﺎﻣﻞ ﻣﺤﻴﻄﻲ ﻏﻴﺮﻣﻄﻠﻮب ﺑﺮاي ﻣﻮﺟﻮدات‬ ‫زﻧﺪه و ﻣﻘﺎوﻣﺖ را ﺑﻪﻋﻨﻮان ﺗﻮاﻧﺎﻳﻲ اداﻣﻪ ﺣﻴﺎت ﻣﻮﺟﻮد زﻧﺪه‬ ‫در اﻳﻦ ﺷﺮاﻳﻂ ﻧﺎﻣﺴﺎﻋﺪ ﺗﻌﺮﻳﻒ ﻧﻤﻮدهاﻧﺪ‪ ،‬ﻫﺮ ﭼﻨﺪ ﻛﻪ در‬ ‫ﮔﻴﺎﻫﺎن زراﻋﻲ ﻋﻼوه ﺑﺮ اداﻣﻪ ﺣﻴﺎت‪ ،‬ﺗﻮاﻧﺎﻳﻲ ﺗﻮﻟﻴﺪ ﺑﺨﺶ‬ ‫ﻗﺎﺑﻞ ﺑﺮداﺷﺖ ﻳﺎ ﻣﺤﺼﻮل ﻧﻬﺎﻳﻲ ﻧﻴﺰ ﺣﺎﺋﺰ اﻫﻤﻴﺖ اﺳﺖ‬ ‫)‪.(Crammer et al., 2011‬‬ ‫ﺷﻮري ﭘﺲ از ﺧﺸﻜﻲ ﻣﻬﻢﺗﺮﻳﻦ و ﻣﺘﺪاولﺗﺮﻳﻦ‬ ‫ﺗﻨﺶﻫﺎي ﻣﺤﻴﻄﻲ در ﺳﻄﺢ ﺟﻬﺎن و از ﺟﻤﻠﻪ اﻳﺮان اﺳﺖ‪.‬‬ ‫ﺑﺨﺶ ﻗﺎﺑﻞ ﺗﻮﺟﻬﻲ از اﻛﻮﺳﻴﺴﺘﻢﻫﺎي ﻃﺒﻴﻌﻲ و زراﻋﻲ دﻧﻴﺎ‬ ‫ﺗﺤﺖ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﻗﺮار دارﻧﺪ‪ .‬در اﻳﺮان ﻣﻌﺎدل ‪ 25‬درﺻﺪ از‬ ‫ﻣﺴﺎﺣﺖ زﻣﻴﻦﻫﺎي ﻛﺸﻮر داراي ﺷﻮري اﺳﺖ ) ‪Choukr,‬‬ ‫‪ .(1996‬اﻣﺮوزه ﺑﻪ ﻋﻠﺖ اﺳﺘﻔﺎده ﺑﻲروﻳﻪ از ﻣﻨﺎﺑﻊ ﻃﺒﻴﻌﻲ و‬ ‫ﺑﻪﻛﺎرﮔﻴﺮي روشﻫﺎي ﻧﺎﻣﻨﺎﺳﺐ در ﺗﻮﻟﻴﺪ ﻣﺤﺼﻮﻻت‬ ‫ﻛﺸﺎورزي ﺑﻪ وﻳﮋه در راﺑﻄﻪ ﺑﺎ آب آﺑﻴﺎري‪ ،‬ﺑﺨﺶ ﻗﺎﺑﻞ‬ ‫ﺗﻮﺟﻬﻲ از زﻣﻴﻦﻫﺎي ﻛﺸﺎورزي در ﻣﻨﺎﻃﻖ ﺧﺸﻚ ﺑﺎ ﭘﺪﻳﺪه‬ ‫ﺷﻮري ﻣﻮاﺟﻪ ﻫﺴﺘﻨﺪ )‪ .(Puri and Williams, 1985‬در‬ ‫اﻳﺮان‪ ،‬ﺷﻮري ﻳﻚ ﻣﺴﺌﻠﻪ ﻓﺮاﮔﻴﺮ و ﻣﺤﺪود ﻛﻨﻨﺪه ﺗﻮﻟﻴﺪ‬ ‫ﭘﺎﻳﺪار ﻛﺸﺎورزي اﺳﺖ‪ ،‬ﺑﻪ ﻃﻮري ﻛﻪ ﻗﺴﻤﺖﻫﺎي زﻳﺎدي از‬ ‫ﻣﻨﺎﻃﻖ ﺧﺸﻚ و ﻧﻴﻤﻪ ﺧﺸﻚ ﻛﺸﻮر‪ ،‬ﺑﻪ وﻳﮋه ﻓﻼت ﻣﺮﻛﺰي‪،‬‬ ‫دﺷﺖﻫﺎي ﺳﺎﺣﻠﻲ ﺟﻨﻮب و دﺷﺖ ﺧﻮزﺳﺘﺎن‪ ،‬ﻣﺒﺘﻼ ﺑﻪ‬ ‫ﺳﻄﻮح ﻣﺨﺘﻠﻒ ﺷﻮري ﻫﺴﺘﻨﺪ )‪ .(Momeni, 2010‬اﻳﺮان‬ ‫ﺑﻪ دﻟﻴﻞ ﻣﻮﻗﻌﻴﺖ ﺟﻐﺮاﻓﻴﺎﻳﻲ در ﻣﺤﺪودهاي از ﻛﺮه زﻣﻴﻦ‬ ‫واﻗﻊ ﺷﺪه اﺳﺖ ﻛﻪ ﺑﻴﺸﺘﺮ ﻣﻨﺎﻃﻖ آن ﺧﺸﻚ و ﻧﻴﻤﻪ ﺧﺸﻚ‬ ‫اﺳﺖ‪ .‬در ﻛﺸﻮر ﻣﻨﺎﻃﻘﻲ وﺟﻮد دارﻧﺪ ﻛﻪ ﻣﻴﺰان ﺗﺒﺨﻴﺮ در‬ ‫آﻧﻬﺎ ﺑﻴﺶ از ‪ 8‬ﺑﺮاﺑﺮ ﻣﻴﺰان ﺑﺎرﻧﺪﮔﻲ اﺳﺖ‪ .‬از اﻳﻦرو اﺳﺘﻔﺎده‬

‫ﺗﺤﻘﻴﻘﺎت ﻏﻼت‪ /‬دوره ﺷﺸﻢ‪ /‬ﺷﻤﺎره اول‪ /‬ﺑﻬﺎر ‪1395‬‬

‫از آبﻫﺎي ﺑﺎ ﻛﻴﻔﻴﺖ ﭘﺎﻳﻴﻦ ﻫﻤﺎﻧﻨﺪ آبﻫﺎي ﺷﻮر ﺟﻬﺖ ﺗﻮﻟﻴﺪ‬ ‫ﻣﺤﺼﻮﻻت زراﻋﻲ در اﻛﺜﺮ ﻧﻘﺎط ﻛﺸﻮر دور از اﻧﺘﻈﺎر ﻧﻴﺴﺖ‬ ‫)‪ .(Kamali et al., 2011‬در اﻳﺮان ﺑﻪ ﻋﻠﺖ وﺟﻮد ﻣﻘﺎدﻳﺮ‬ ‫زﻳﺎد رﺳﻮﺑﺎت ﻧﻤﻜﻲ در ﻋﻤﻖ ﻛﻢ ﺧﺎكﻫﺎ‪ ،‬ﺷﻮري در ﺧﺎكﻫﺎ‬ ‫و آبﻫﺎي زﻳﺮ زﻣﻴﻨﻲ ﺑﻪ وﻓﻮر وﺟﻮد دارد و ﻫﻢ ﭼﻨﻴﻦ‬ ‫ﺷﻮري ﺛﺎﻧﻮﻳﻪ ﻧﻴﺰ در اﻳﺮان اﺗﻔﺎق اﻓﺘﺎده و ﺑﻪ ﻛﺮات ﮔﺰارش‬ ‫ﺷﺪه اﺳﺖ )‪ .(Van Weert et al., 2009‬ﺑﺮ ﺧﻼف ﺑﺰرﮔﻲ‬ ‫و ﮔﺴﺘﺮدﮔﻲ ﻣﺴﺌﻠﻪ ﺷﻮري‪ ،‬ﺗﺎﻛﻨﻮن ﺑﺮﻧﺎﻣﻪ ﺟﺎﻣﻌﻲ ﺑﺮاي‬ ‫ﻣﻬﺎر آن در ﻧﻈﺮ ﮔﺮﻓﺘﻪ ﻧﺸﺪه اﺳﺖ )‪.(Momeni, 2010‬‬ ‫اﺳﺘﺎن ﮔﻴﻼن ﺑﻪﻋﻨﻮان ﻳﻜﻲ از ﻗﻄﺐﻫﺎي ﻣﻬﻢ ﺗﻮﻟﻴﺪ‬ ‫ﺑﺮﻧﺞ در اﻳﺮان از ﻣﺸﻜﻞ آبﻫﺎي ﺷﻮر رﻧﺞ ﻣﻲﺑﺮد‪ .‬رودﺧﺎﻧﻪ‬ ‫ﺳﻔﻴﺪرود ﺑﻪﻋﻨﻮان ﻣﻬﻢﺗﺮﻳﻦ ﻣﻨﺒﻊ آﺑﻴﺎري ﻣﺰارع اﺳﺘﺎن‬ ‫ﮔﻴﻼن‪ ،‬در اﺛﺮ ﻛﺎﻫﺶ ﺣﺠﻢ ﻣﺨﺰن ﺳﺪ ﺳﻔﻴﺪرود‪ ،‬اﻓﺰاﻳﺶ‬ ‫ﺑﺮداﺷﺖ از ﺳﺮﺷﺎﺧﻪﻫﺎ‪ ،‬ﺧﺸﻚﺳﺎﻟﻲﻫﺎي ﭘﻴﺎﭘﻲ و ورود‬ ‫ﭘﺴﻤﺎﻧﺪﻫﺎي ﻣﺨﺘﻠﻒ ﺑﻪ رودﺧﺎﻧﻪ‪ ،‬دﭼﺎر روﻧﺪ اﻓﺰاﻳﺶ ﺷﻮري‬ ‫و ﻛﺎﻫﺶ دﺑﻲ ﺷﺪه اﺳﺖ‪ .‬اﻳﻦ ﻣﺸﻜﻞ ﻣﻲﺗﻮاﻧﺪ ﮔﻴﺎﻫﺎن‬ ‫زراﻋﻲ )از ﺟﻤﻠﻪ ﺑﺮﻧﺞ( را در ﻣﺮاﺣﻞ ﻣﺨﺘﻠﻒ رﺷﺪ ﺑﺎ ﻣﺸﻜﻞ‬ ‫ﺟﺪﻳﺪ ﺧﺸﻚ ﺷﺪن و ﻧﺎﺑﻮدي ﻣﻮاﺟﻪ ﺳﺎزد ) ‪Navvabian‬‬ ‫‪ .(and Aghajani, 2012‬ﺷﻨﺎﺳﺎﻳﻲ ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻠﻲ ﻛﻪ ﺑﺎ‬ ‫وﺟﻮد ﻣﻮاﺟﻪ ﺷﺪن ﺑﺎ ﺗﻨﺶ ﺑﺘﻮاﻧﻨﺪ ﺑﻪ رﺷﺪ ﺧﻮد اداﻣﻪ داده‬ ‫و ﻋﻤﻠﻜﺮد ﻗﺎﺑﻞ ﻗﺒﻮﻟﻲ ﺗﻮﻟﻴﺪ ﻛﻨﻨﺪ‪ ،‬از اﻫﻤﻴﺖ زﻳﺎدي‬ ‫ﺑﺮﺧﻮردار اﺳﺖ‪ .‬اﻧﺘﺨﺎب و ﺟﺪا ﻛﺮدن ژﻧﻮﺗﻴﭗﻫﺎي ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﻪ‬ ‫ﺗﻨﺶ ﻣﻲﺗﻮاﻧﺪ ﺑﻪ دو روش ﻣﺴﺘﻘﻴﻢ )ﺳﻨﺠﺶ ﻋﻤﻠﻜﺮد( و‬ ‫ﻏﻴﺮ ﻣﺴﺘﻘﻴﻢ )ﺑﺮ اﺳﺎس ﺻﻔﺎت ﻣﻮرﻓﻮﻟﻮژﻳﻚ و ﻓﻴﺰﻳﻮﻟﻮژﻳﻚ‬ ‫ﻛﻪ ﺑﺎ ﺗﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﺗﻨﺶ ﻫﻤﺒﺴﺘﮕﻲ دارﻧﺪ( اﻧﺠﺎم ﺷﻮد‪.‬‬ ‫ﭘﺎﺳﺦﻫﺎي ﭘﻴﭽﻴﺪه ﮔﻴﺎﻫﺎن ﺑﻪ ﺗﻨﺶﻫﺎي ﻏﻴﺮزﻳﺴﺘﻲ ﺑﺎ‬ ‫ﺑﻴﺎن ژنﻫﺎي ﻣﺘﻌﺪد و ﻣﺴﻴﺮﻫﺎي ﻣﻮﻟﻜﻮﻟﻲ و ﺑﻴﻮﺷﻴﻤﻴﺎﻳﻲ‬ ‫ﮔﻮﻧﺎﮔﻮﻧﻲ ﻫﻤﺮاه اﺳﺖ‪ .‬ﺑﺴﻴﺎري از اﻳﻦ ژنﻫﺎ ﺑﻪ ﺻﻮرت‬ ‫ﻣﺸﺘﺮك در ﺗﻨﺶﻫﺎي ﻣﺨﺘﻠﻒ ﺑﻴﺎن ﻣﻲﺷﻮﻧﺪ‪ .‬ﺑﻪﻋﻨﻮان ﻣﺜﺎل‪،‬‬ ‫ﺑﺴﻴﺎري از ژنﻫﺎي دﺧﻴﻞ در ﺗﻨﺶ ﺷﻮري در ﺗﻨﺶ ﺧﺸﻜﻲ‬ ‫و ﺳﺮﻣﺎ ﻫﻢ ﺑﻴﺎن ﻣﻲﺷﻮﻧﺪ ﻛﻪ ﺑﻴﺎﻧﮕﺮ وﺟﻮد ﻣﻜﺎﻧﻴﺰمﻫﺎي‬ ‫ﻣﺸﺎﺑﻪ در ﭘﺎﺳﺦ ﺑﻪ اﻳﻦ ﺗﻨﺶﻫﺎ اﺳﺖ‪ .‬از ﻟﺤﺎظ ﺗﺌﻮري‪ ،‬ﺗﻨﺶ‬ ‫ﺷﻮري ﺗﻮﻟﻴﺪ ‪ ROS‬در ﮔﻴﺎﻫﺎن را اﻓﺰاﻳﺶ ﻣﻲدﻫﺪ‪ .‬اول‬ ‫اﻳﻨﻜﻪ‪ :‬ﮔﻴﺎﻫﺎن ﺑﺎ ﻛﺎﻫﺶ ﻫﺪاﻳﺖ روزﻧﻪاي ﺑﺮاي ﺟﻠﻮﮔﻴﺮي از‬ ‫ﻛﺎﻫﺶ ﺑﻴﺶ از ﺣﺪ آب ﮔﻴﺎه‪ ،‬ﺑﻪ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﭘﺎﺳﺦ‬ ‫ﻣﻲدﻫﻨﺪ‪ .‬اﻳﻦ ﻛﺎر ﺑﻪ ﻧﻮﺑﻪ ﺧﻮد ﺑﺎﻋﺚ ﻛﺎﻫﺶ ﻏﻠﻈﺖ ‪CO2‬‬ ‫داﺧﻠﻲ )‪ (Ci‬و اﺣﻴﺎء آﻫﺴﺘﻪﺗﺮ ‪ CO2‬ﺗﻮﺳﻂ ﭼﺮﺧﻪ ﻛﺎﻟﻮﻳﻦ‬ ‫ﻣﻲﺷﻮد‪ .‬اﻳﻦ ﭘﺎﺳﺦ ﻣﻨﺠﺮ ﺑﻪ ﺗﺨﻠﻴﻪ ‪ NADP+‬اﻛﺴﻴﺪﺷﺪه‬ ‫)ﻛﻪ ﺑﻪﻋﻨﻮان ﻳﻚ ﭘﺬﻳﺮﻧﺪه ﻧﻬﺎﻳﻲ اﻟﻜﺘﺮون در ‪ PSI‬ﻋﻤﻞ‬ ‫ﻣﻲﻛﻨﺪ( و اﻓﺰاﻳﺶ ﻧﺸﺖ اﻟﻜﺘﺮون ﺑﻪ ‪ O2‬و ﺗﺸﻜﻴﻞ‪O2-‬‬

‫وﻳﮋﮔﻲﻫﺎي ﺑﻴﻮﺷﻴﻤﻴﺎﻳﻲ و ﺑﻴﺎن ﺑﺮﺧﻲ از ژنﻫﺎي ﻣﺴﻴﺮ اﻛﺴﻴﺪاﺗﻴﻮ در ﺑﺮﻧﺞ‬

‫ﻣﻲﺷﻮد‪ .‬ﻋﻼوه ﺑﺮ اﻳﻦ‪ ،‬ﺳﻤﻴﺖ ‪ Na+/Cl-‬ﻧﺎﺷﻲ از ﺗﻨﺶ‬ ‫ﺷﻮري ﻣﻲﺗﻮاﻧﺪ اﻧﺘﻘﺎل اﻟﻜﺘﺮون ﻓﺘﻮﺳﻨﺘﺰي را ﻣﺨﺘﻞ و ﻧﺸﺖ‬ ‫اﻟﻜﺘﺮوﻧﻲ ﺑﻪ ﺳﻤﺖ ‪ O2‬را ﺗﺤﺮﻳﻚ ﻛﻨﺪ ) ‪Slesak et al.,‬‬ ‫‪ .(2002‬دوم اﻳﻨﻜﻪ‪ :‬ﻛﺎﻫﺶ در ﻏﻠﻈﺖ ‪ CO2‬داﺧﻠﻲ‪ ،‬ﺳﺮﻋﺖ‬ ‫واﻛﻨﺶﻫﺎي ﭼﺮﺧﻪ ﻛﺎﻟﻮﻳﻦ را ﻛﺎﻫﺶ داده و ﺗﻨﻔﺲ ﻧﻮري را‬ ‫ﺑﻪ وﻳﮋه در ﮔﻴﺎﻫﺎن ‪ C3‬اﻟﻘﺎء ﻣﻲﻛﻨﺪ‪ .‬در ﻧﺘﻴﺠﻪ ﻣﻘﺪار زﻳﺎدي‬ ‫‪ H2O2‬در ﭘﺮاﻛﺴﻲزوم ﺗﻮﻟﻴﺪ ﻣﻲﺷﻮد‪ .‬ﺳﻮم اﻳﻨﻜﻪ‪:‬‬ ‫‪ -NADPH‬اﻛﺴﻴﺪاز ﻣﺘﺼﻞ ﺑﻪ ﻏﺸﺎء و دي آﻣﻴﻦ اﻛﺴﻴﺪاز‬ ‫آﭘﻮﭘﻼﺳﺘﻲ ﻃﻲ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﻓﻌﺎل ﻣﻲﺷﻮﻧﺪ و ﺑﻨﺎﺑﺮاﻳﻦ در‬ ‫ﺳﺎﺧﺖ ‪ ROS‬ﻛﻤﻚ ﻣﻲﻛﻨﻨﺪ ) ‪Hernandez et al.,‬‬ ‫‪ .(2001; Lin et al., 2001‬ﭼﻬﺎرم اﻳﻨﻜﻪ‪ :‬ﺗﻨﺶ ﺷﻮري‬ ‫ﺑﺎﻋﺚ اﻓﺰاﻳﺶ ﻣﻴﺰان ﺗﻨﻔﺲ و در ﻧﺘﻴﺠﻪ ﻧﺸﺖ اﻟﻜﺘﺮون‬ ‫ﺗﻨﻔﺴﻲ ﺑﻪ ﺳﻤﺖ ‪ O2‬ﻣﻲﺷﻮد ) ;‪Fry et al., 1986‬‬ ‫‪.(Moser et al., 1991; Jeanjean et al., 1993‬‬ ‫آﻧﺰﻳﻢﻫﺎي ﻋﻤﺪه ﻣﻬﺎر ﻛﻨﻨﺪه ‪ ROS‬ﻋﺒﺎرتاﻧﺪ از‪ :‬ﺳﻮﭘﺮ‬ ‫اﻛﺴﻴﺪ دﻳﺴﻤﻮﺗﺎز )‪ (SOD‬ﻛﻪ ‪ O2-‬را ﺑﻪ ‪ H2O2‬ﺗﺒﺪﻳﻞ‬ ‫ﻣﻲﻛﻨﺪ و ﭘﺲ از آن اﻗﺪام ﻫﻤﺎﻫﻨﮓ ﻣﺠﻤﻮﻋﻪاي از ﭼﻬﺎر‬ ‫آﻧﺰﻳﻢ ﻛﺎﺗﺎﻻز )‪ ،(CAT‬آﺳﻜﻮرﺑﺎت ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز )‪،(APX‬‬ ‫ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻮن ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز )‪ (GPX‬و ﭘﺮوﻛﺴﻲ ردوﻛﺴﻴﻦﻫﺎ‬ ‫)‪ (Prx‬ﺑﺎﻋﺚ اﺣﻴﺎ ‪ H2O2‬ﻣﻲﺷﻮد‪ .‬ﺗﻤﺎم آﻧﺰﻳﻢﻫﺎي‬ ‫ﻣﻬﺎرﻛﻨﻨﺪه ‪ ROS‬ﻛﻪ ﺗﺎ ﺑﻪ ﺣﺎل ﺷﻨﺎﺳﺎﻳﻲ ﺷﺪهاﻧﺪ‪ ،‬ﺗﻮﺳﻂ‬ ‫ژنﻫﺎي ﻫﺴﺘﻪاي ﺑﻪﻧﺤﻮي رﻣﺰ ﻣﻲﺷﻮﻧﺪ ﻛﻪ ﺑﺘﻮاﻧﻨﺪ ﺑﻪ ﻃﺮز‬ ‫ﻛﺎﻣﻼً ﺻﺤﻴﺤﻲ در اﺟﺰاي زﻳﺮﺳﻠﻮﻟﻲ ﻣﺨﺘﻠﻒ اﻧﺠﺎم وﻇﻴﻔﻪ‬ ‫ﻛﻨﻨﺪ )‪ .(Mittler et al., 2004‬در ﻛﻨﺎر آﻧﺘﻲاﻛﺴﻴﺪانﻫﺎي‬ ‫ﻏﻴﺮ آﻧﺰﻳﻤﻲ از ﺟﻤﻠﻪ اﺳﻴﺪ اﺳﻜﻮرﺑﻴﻚ )وﻳﺘﺎﻣﻴﻦ ‪،(C‬‬ ‫ﺗﻮﻛﻮﻓﺮول )وﻳﺘﺎﻣﻴﻦ ‪ (E‬و ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻮن )‪ ،(GSH‬آﻧﺰﻳﻢﻫﺎي‬ ‫آﻧﺘﻲاﻛﺴﻴﺪاﻧﻲ ﻧﻴﺰ ﺑﺎ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ ﺧﻮد ﺑﻪ ﺣﻔﻆ ﺳﻄﺢ ﺗﻌﺎدل و‬ ‫ﺣﺎﻟﺖ ﭘﺎﻳﺪار درون ﺳﻠﻮﻟﻲ ‪ROS‬ﻫﺎ ﻛﻤﻚ ﻣﻲﻛﻨﻨﺪ ﻛﻪ اﻳﻦ‬ ‫اﻣﺮ ﻣﻨﺠﺮ ﺑﻪ رﺷﺪ‪ ،‬ﻧﻤﻮ‪ ،‬ﭼﺮﺧﻪ ﺳﻠﻮﻟﻲ‪ ،‬ﺳﻴﮕﻨﺎﻟﻴﻨﮓ‬ ‫ﻫﻮرﻣﻮنﻫﺎ و ﭘﺎﺳﺦﻫﺎي ﻣﻨﺎﺳﺐ ﺑﻪ اﻧﻮاع ﻋﻮاﻣﻞ ﺗﻨﺶزاي‬ ‫زﻳﺴﺘﻲ و ﻏﻴﺮ زﻳﺴﺘﻲ ﻣﻲﺷﻮﻧﺪ ) ;‪Mittler et al., 2004‬‬ ‫‪Foyer and Noctor, 2005; Van Breusegem and‬‬ ‫‪.(Dat, 2006‬‬

‫ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪازﻫﺎ ﺷﺎﻣﻞ ﮔﺮوﻫﻲ از ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪازﻫﺎي ﻏﻴﺮ اﻫﺪا‬ ‫ﻛﻨﻨﺪه ﺧﺎص ﻫﺴﺘﻨﺪ ﻛﻪ در آﻧﻬﺎ ﮔﺎﻳﺎﻛﻮل ﺷﺎﻳﻊﺗﺮﻳﻦ اﻫﺪا‬ ‫ﻛﻨﻨﺪه ﺑﻪ ﺣﺴﺎب ﻣﻲآﻳﺪ و از اﻳﻦرو اﻳﻦ دﺳﺘﻪ از‬ ‫ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪازﻫﺎ ﺑﻪ ﻧﺎم ﮔﺎﻳﺎﻛﻮل ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪازﻫﺎ ﺷﻬﺮت ﻳﺎﻓﺘﻪاﻧﺪ‪.‬‬ ‫‪ PODs‬اﺣﻴﺎي ‪ H2O2‬را ﺑﺎ اﺳﺘﻔﺎده از ﮔﺎﻳﺎﻛﻮل )ﺑﻪ ﻋﻨﻮان‬ ‫ﻋﺎﻣﻞ ﻛﺎﻫﻨﺪه( اﻧﺠﺎم ﻣﻲدﻫﻨﺪ و ﺳﺎﻳﺮ ﻛﺎرﻛﺮدﻫﺎي اﻳﻦ ﮔﺮوه‬ ‫از آﻧﺰﻳﻢﻫﺎ ﻫﻨﻮز ﻧﺎﻣﺸﺨﺺ ﻣﻲﺑﺎﺷﺪ ) ‪Mika and Luthje,‬‬


‫‪ GPXs .(2003‬و ‪ Prxs‬آﻧﺰﻳﻢﻫﺎي ﺟﺎﻳﮕﺰﻳﻦ ﺑﺮاي ﺣﺬف‬ ‫‪ H2O2‬ﻫﺴﺘﻨﺪ‪ .‬ﺷﻮاﻫﺪ اﺧﻴﺮ ﻧﺸﺎن داده اﺳﺖ ﻛﻪ ﺑﺮﺧﻲ از‬ ‫‪GPX‬ﻫﺎ ﻧﻴﺰ ﻣﻤﻜﻦ اﺳﺖ در اﻟﻘﺎي اﻛﺴﻴﺪاﺳﻴﻮن و اﺣﻴﺎء در‬ ‫ﺷﺮاﻳﻂ ﺗﻨﺶ ﻧﻘﺶ داﺷﺘﻪ ﺑﺎﺷﺪ )‪ .(Miao et al., 2006‬در‬ ‫ﮔﻴﺎﻫﺎن ‪ Prxs‬ﺑﻪ ﭘﻨﺞ زﻳﺮﮔﺮوه ﻃﺒﻘﻪﺑﻨﺪي ﻣﻲﺷﻮﻧﺪ ﻛﻪ ﻳﻜﻲ‬ ‫از آﻧﻬﺎ ﺑﻪ اﺷﺘﺒﺎه ﺑﻪ ﻧﺎم ‪ GPXs‬ﻃﺒﻘﻪﺑﻨﺪي ﺷﺪه اﺳﺖ‪.‬‬ ‫‪ Prxs‬ﺑﻪ ﻃﻮر ﻋﻤﺪه در اﻧﺪاﻣﻚﻫﺎﻳﻲ ﻧﻈﻴﺮ ﻛﻠﺮوﭘﻼﺳﺖ و‬ ‫ﻣﻴﺘﻮﻛﻨﺪري ﻣﻜﺎنﻳﺎﺑﻲ ﺷﺪهاﻧﺪ‪ ،‬در ﺣﺎﻟﻲ ﻛﻪ ﻫﻤﺘﺎﻳﺎن آﻧﻬﺎ را‬ ‫ﻧﻴﺰ ﻣﻲﺗﻮان در ﺳﻴﺘﻮزول ﻳﺎﻓﺖ‪Prx .‬ﻫﺎ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪازﻫﺎي‬ ‫ﻣﺒﺘﻨﻲ ﺑﺮ ﺗﻴﻮل ﻫﺴﺘﻨﺪ ﻛﻪ ﻗﺎدر ﺑﻪ ﻣﻬﺎر ‪ H2O2‬ﻣﻲﺑﺎﺷﻨﺪ‬ ‫)‪ .(Horling et al., 2002‬ﺑﻨﺎﺑﺮاﻳﻦ‪ ،‬ﺑﺎززاﻳﻲ ‪ Prxs‬ﭘﺲ از‬ ‫ﻳﻚ واﻛﻨﺶ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاﺳﻴﻮن‪ ،‬آﻧﻬﺎ را از رﻗﺎﺑﺖ ﺑﺎ ﺳﺎﻳﺮ‬ ‫ﭘﺮوﺗﺌﻴﻦﻫﺎي ﻫﺪف ﺟﻬﺖ اﻫﺪاي اﻟﻜﺘﺮون ﺑﺎز ﻣﻲدارد‪ .‬اﻳﻦ‬ ‫وﻳﮋﮔﻲ ﺑﻪﻋﻨﻮان ﺣﺴﮕﺮ اﻛﺴﻴﺪاﺳﻴﻮن و اﺣﻴﺎء در ﻧﻈﺮ ﮔﺮﻓﺘﻪ‬ ‫ﺷﺪه اﺳﺖ‪ ،‬ﺑﻨﺎﺑﺮاﻳﻦ ﻣﺸﺨﺺ ﺷﺪه اﺳﺖ ﻛﻪ ‪ Prxs‬ﻫﻤﺮاه ﺑﺎ‬ ‫‪ GPXs‬ﺑﻪﻋﻨﻮان ﺣﺴﮕﺮﻫﺎي اﻛﺴﻴﺪاﺳﻴﻮن و اﺣﻴﺎء درون‬ ‫ﺳﻠﻮﻟﻲ ﻋﻤﻞ ﻣﻲﻛﻨﻨﺪ و ﻋﻤﻞ اﻧﺘﻘﺎل اﻃﻼﻋﺎت ﻣﻴﺰان ‪ROS‬‬ ‫ﺳﻠﻮﻟﻲ را ﺑﻪ ﺷﺒﻜﻪ اﻛﺴﻴﺪاﺳﻴﻮن و اﺣﻴﺎء اﻧﺠﺎم ﻣﻲدﻫﻨﺪ‬ ‫)‪ .(Foyer and Noctor, 2005‬اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢﻫﺎ ﻛﻨﺘﺮل و آﻏﺎز‬ ‫ﺳﻴﮕﻨﺎلدﻫﻲ ﺳﻠﻮﻟﻲ ﻣﻮﺛﺮ ﺑﺮ ﻓﺘﻮﺳﻨﺘﺰ‪ ،‬ﺑﻴﺎن ژنﻫﺎي‬ ‫ﻫﺴﺘﻪاي واﺑﺴﺘﻪ ﺑﻪ ﻛﻠﺮوﭘﻼﺳﺖ و ﻣﻴﺘﻮﻛﻨﺪري و ﻓﻌﺎلﺳﺎزي‬ ‫آﻧﺰﻳﻢﻫﺎي ﭼﺮﺧﻪ ﻛﺎﻟﻮﻳﻦ را ﺑﺮ ﻋﻬﺪه دارﻧﺪ )‪.(Dietz, 2008‬‬ ‫ﺗﺼﻮر ﻣﻲﺷﻮد ﻛﻪ ﻫﻤﻪ اﻳﻦ ﻣﻮارد ﺑﺎ ﺷﺒﻜﻪﻫﺎي ﺗﻨﻈﻴﻢﻛﻨﻨﺪه‬ ‫اﻛﺴﻴﺪاﺳﻴﻮن و اﺣﻴﺎء ارﺗﺒﺎط و ﺗﺪاﺧﻞ داﺷﺘﻪ ﺑﺎﺷﺪ‪.‬‬ ‫ﺑﺎ ﺗﻮﺟﻪ ﺑﻪ اﻫﻤﻴﺖ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري و ﻧﻘﺶ آن در ﻛﺎﻫﺶ‬ ‫ﻋﻤﻠﻜﺮد داﻧﻪ ﮔﻴﺎﻫﺎن‪ ،‬ﻣﻬﻨﺪﺳﻲ ﻣﻘﺎوﻣﺖ ﻳﺎ ﺗﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﺷﻮري‬ ‫در ﮔﻴﺎﻫﺎن داراي ﻣﺰاﻳﺎي ﺑﺴﻴﺎر ﻣﻬﻢ اﻗﺘﺼﺎدي اﺳﺖ‪ .‬ﺑﻪ اﻳﻦ‬ ‫دﻟﻴﻞ ﺿﺮوري اﺳﺖ ﻣﻜﺎﻧﻴﺰمﻫﺎي ﻣﻮﻟﻜﻮﻟﻲ ﻣﻮﺛﺮ ﺑﺮ ﺗﺤﻤﻞ ﺑﻪ‬ ‫ﺷﻮري در ﮔﻴﺎﻫﺎن ﻣﻮرد ﺑﺮرﺳﻲ و ﺗﺤﻠﻴﻞ ﻗﺮار ﮔﻴﺮﻧﺪ‪.‬‬ ‫اﺳﺘﺮاﺗﮋي اﺻﻠﻲ ﻣﻬﻨﺪﺳﻲ ژﻧﺘﻴﻚ ﺑﺮاي ﺗﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﺷﻮري‪،‬‬ ‫ﻣﻌﺮﻓﻲ ژنﻫﺎﻳﻲ اﺳﺖ ﻛﻪ ﺑﻪ ﻃﻮر ﻣﺴﺘﻘﻴﻢ در اﻳﻦ وﻗﺎﻳﻊ‬ ‫دﺧﻴﻞ ﻫﺴﺘﻨﺪ‪ .‬از اﻳﻦرو‪ ،‬ﻣﻌﺮﻓﻲ ژنﻫﺎي ﻋﻤﺪه ﻣﻮﺛﺮ در‬ ‫ﻣﻘﺎوﻣﺖ ﺑﻪ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري در ﻣﺮاﺣﻞ ﻣﺨﺘﻠﻒ رﺷﺪ ﮔﻴﺎه ﺑﺮﻧﺞ‬ ‫و ﻧﻴﺰ ﺷﻨﺎﺳﺎﻳﻲ ارﻗﺎم ﻣﻘﺎوم ﺑﻪ ﺷﻮري در ﺑﺮﻧﺞﻫﺎي ﺑﻮﻣﻲ‬ ‫ﻣﻲﺗﻮاﻧﺪ ﮔﺎم ﻣﻮﺛﺮي در اﻓﺰاﻳﺶ ﻋﻤﻠﻜﺮد اﻳﻦ ﮔﻴﺎه ﻣﻬﻢ و‬ ‫اﺳﺘﺮاﺗﮋﻳﻚ ﺑﺎﺷﺪ )‪ .(Mittler et al., 2004‬ﻫﺪف از اﻳﻦ‬ ‫ﺗﺤﻘﻴﻖ‪ ،‬ﺑﺮرﺳﻲ ﺑﻴﺎن ﭼﻨﺪ ژن ﻣﻬﻢ دﺧﻴﻞ در ﺗﻨﺶ ﺷﻮري‬ ‫در ارﻗﺎم ﺑﺮﻧﺞ اﻳﺮاﻧﻲ و ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ رﻓﺘﺎر آﻧﻬﺎ در ﻣﻘﺎﻳﺴﻪ ﺑﺎ ارﻗﺎم‬ ‫ﺷﺎﻫﺪ ﻣﺘﺤﻤﻞ و ﺣﺴﺎس ﺑﻪ ﺷﻮري ﺑﻮد‪.‬‬



‫ﻣﻮاد و روشﻫﺎ‬ ‫ﺑﻪ ﻣﻨﻈﻮر ﺗﺤﻠﻴﻞ ﺑﻴﺎن ژنﻫﺎي رﻣﺰﻛﻨﻨﺪه ﭘﺮوﺗﺌﻴﻦﻫﺎي‬ ‫ﻛﺎرﻛﺮدي ﻣﺮﺗﺒﻂ ﺑﺎ ﺗﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﺷﻮري‪ ،‬ﺳﻨﺠﺶ آﻧﺰﻳﻢ‬ ‫ﮔﺎﻳﺎﻛﻮل ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز و ﻣﻴﺰان ‪ H2O2‬ﺗﻮﻟﻴﺪ ﺷﺪه در ارﻗﺎم‬ ‫ﺣﺴﺎس و ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﺮﻧﺞ‪ ،‬آزﻣﺎﻳﺸﻲ در ﻣﺤﻞ ﮔﻠﺨﺎﻧﻪ داﻧﺸﻜﺪه‬ ‫ﻋﻠﻮم ﻛﺸﺎورزي داﻧﺸﮕﺎه ﮔﻴﻼن در ﺳﺎل ‪ 1393‬ﺑﻪﺻﻮرت‬ ‫ﻓﺎﻛﺘﻮرﻳﻞ )ﺑﺎ دو ﻋﺎﻣﻞ ژﻧﻮﺗﻴﭗ و زﻣﺎن( در ﻗﺎﻟﺐ ﻃﺮح ﻛﺎﻣﻼً‬ ‫ﺗﺼﺎدﻓﻲ اﺟﺮا ﺷﺪ‪ .‬ﻣﻮاد ﮔﻴﺎﻫﻲ آزﻣﺎﻳﺶ ﺗﻌﺪاد ﭼﻬﺎر رﻗﻢ‬

‫ﺑﺮﻧﺞ ﺑﻮﻣﻲ و اﺻﻼح ﺷﺪه اﻳﺮاﻧﻲ )ﻳﻚ رﻗﻢ ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﻮﻣﻲ‪،‬‬ ‫ﻳﻚ رﻗﻢ ﺣﺴﺎس ﺑﻮﻣﻲ‪ ،‬ﻳﻚ رﻗﻢ ﻣﺘﺤﻤﻞ اﺻﻼح ﺷﺪه و ﻳﻚ‬ ‫رﻗﻢ ﺣﺴﺎس اﺻﻼح ﺷﺪه( ﺑﻮدﻧﺪ ﻛﻪ ﺑﻪ ﻫﻤﺮاه دو رﻗﻢ ﺷﺎﻫﺪ‬ ‫ﻣﺘﺤﻤﻞ و ﺣﺴﺎس )ﺑﻪ ﺗﺮﺗﻴﺐ ‪ FL478‬و ‪ (IR29‬ﺑﻪ روش‬ ‫ﮔﺮﻳﮕﻮرﻳﻮ و ﻫﻤﻜﺎران )‪ ،(Gregorio et al., 1997‬در‬ ‫ﻣﺮﺣﻠﻪ ﮔﻴﺎﻫﭽﻪاي ﻣﻮرد ارزﻳﺎﺑﻲ ﻗﺮار ﮔﺮﻓﺘﻨﺪ‪ .‬ﻣﺸﺨﺼﺎت‬ ‫ارﻗﺎم ﻣﻮرد ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ در ﺟﺪول ‪ 1‬اراﻳﻪ ﺷﺪه اﺳﺖ‪.‬‬

‫ﺟﺪول ‪ -1‬ﻧﺎم‪ ،‬ﻣﻨﺸﺄ و واﻛﻨﺶ ﺑﻪ ﺷﻮري ژﻧﻮﺗﻴﭗﻫﺎي ﺑﺮﻧﺞ ﻣﻮرد ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ در اﻳﻦ ﺗﺤﻘﻴﻖ‬ ‫‪Table 1. Name, origin and salinity reaction of the rice genotypes studied in this research‬‬

‫واﻛﻨﺶ ﺑﻪ ﺷﻮري‬

‫ﻣﻨﺸﺄ‬

‫‪Reaction to salinity‬‬ ‫ﻣﺘﺤﻤﻞ‬ ‫‪Tolereant‬‬ ‫ﻣﺘﺤﻤﻞ‬ ‫‪Tolereant‬‬

‫‪Origin‬‬

‫ﺑﻮﻣﻲ اﻳﺮان‬ ‫‪Iranian landrace‬‬

‫ﺣﺴﺎس‬ ‫‪Suceptible‬‬

‫ﺑﻮﻣﻲ اﻳﺮان‬ ‫‪Iranian landrace‬‬

‫ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ‬

‫ﻣﺘﺤﻤﻞ‬ ‫‪Tolereant‬‬ ‫ﺣﺴﺎس‬ ‫‪Suceptible‬‬ ‫ﺣﺴﺎس‬ ‫‪Suceptible‬‬

‫آﻣﻞ‪/‬ﺳﻨﮓ ﻃﺎرم‬ ‫‪Amol3/Sangetarom‬‬

‫ﻧﻌﻤﺖ‬

‫ﺷﻤﺎره‬

‫ژﻧﻮﺗﻴﭗ‬

‫‪Genotype‬‬

‫‪IR66946-3R-178-1-1‬‬

‫‪FL478‬‬

‫‪FL478‬‬

‫‪G1‬‬

‫ﺣﺴﻨﻲ‬

‫‪Hassani‬‬

‫‪G2‬‬

‫‪Anbarboo‬‬

‫‪G3‬‬

‫‪Nemat‬‬

‫‪G4‬‬

‫‪Khazar‬‬

‫‪G5‬‬

‫‪IR29‬‬

‫‪G6‬‬

‫ﺧﺰر‬ ‫‪IR36/TNAU4756‬‬ ‫‪IR833-6-2//IR1561-149-1//IR24*4/ON‬‬

‫ﺑﺮاي ﺿﺪ ﻋﻔﻮﻧﻲ ﻛﺮدن ﺑﺬرﻫﺎ و ﺟﻠﻮﮔﻴﺮي از‬ ‫آﻟﻮدﮔﻲﻫﺎي اﺣﺘﻤﺎﻟﻲ‪ ،‬ﺗﻌﺪاد ﻣﻮرد ﻧﻴﺎز ﺑﺬر اﺑﺘﺪا ﺑﻪ ﻃﻮر‬ ‫ﻛﺎﻣﻞ ﺑﺎ آب ﻣﻘﻄﺮ ﺷﺴﺘﻪ ﺷﺪه و ﭘﺲ از آن ﺑﻪ ﻣﺪت ‪20‬‬ ‫دﻗﻴﻘﻪ در ﻣﺤﻠﻮل ‪ 10‬درﺻﺪ ﻫﻴﭙﻮﻛﻠﺮﻳﺖ ﺳﺪﻳﻢ ﻗﺮار ﮔﺮﻓﺘﻨﺪ‪.‬‬ ‫در ﭘﺎﻳﺎن اﻳﻦ ﻣﺪت‪ ،‬ﺑﺬرﻫﺎي ﺿﺪ ﻏﻔﻮﻧﻲ ﺷﺪه ﺳﻪ ﺑﺎر و ﻫﺮ‬ ‫ﺑﺎر ﺑﻪ ﻣﺪت ‪ 5‬دﻗﻴﻘﻪ ﺑﺎ آب ﻣﻘﻄﺮ ﺷﺴﺘﺸﻮ و ﺑﻪ ﭘﺘﺮي ﻣﻨﺘﻘﻞ‬ ‫ﺷﺪﻧﺪ‪ .‬ﭘﺲ از ﺿﺪ ﻋﻔﻮﻧﻲ‪ ،‬ﺑﺬرﻫﺎي ﻫﺮ ژﻧﻮﺗﻴﭗ ﺑﻪ ﭘﺘﺮيﻫﺎي‬ ‫ﺣﺎوي ﻛﺎﻏﺬ ﺻﺎﻓﻲ اﺳﺘﺮﻳﻞ ﻣﻨﺘﻘﻞ و ﺑﺮاي ﺟﻮاﻧﻪدار ﺷﺪن در‬ ‫اﺗﺎﻗﻚ ﻛﺸﺖ آزﻣﺎﻳﺸﮕﺎه ﺑﻴﻮﺗﻜﻨﻮﻟﻮژي داﻧﺸﻜﺪه ﻋﻠﻮم‬ ‫ﻛﺸﺎورزي ﺑﺎ دﻣﺎي ﺛﺎﺑﺖ ‪ 28‬درﺟﻪ ﺳﻠﺴﻴﻮس ﻗﺮار ﮔﺮﻓﺘﻨﺪ‪.‬‬ ‫ﻛﺸﺖ در روز ﺷﺸﻢ داﺧﻞ ﮔﻠﺨﺎﻧﻪ ﺑﺎ دﻣﺎي ﺛﺎﺑﺖ ‪ 25‬درﺟﻪ‬ ‫ﺳﻠﺴﻴﻮس و دوره ﻧﻮري ‪ 14‬ﺳﺎﻋﺖ روﺷﻨﺎﻳﻲ و ‪ 10‬ﺳﺎﻋﺖ‬ ‫ﺗﺎرﻳﻜﻲ اﻧﺠﺎم ﮔﺮﻓﺖ و ﺑﺬرﻫﺎي ﺟﻮاﻧﻪدار در ﺷﺮاﻳﻂ‬ ‫ﻫﻴﺪروﭘﻮﻧﻴﻚ در ﻣﺤﻠﻮل ﻏﺬاﻳﻲ ﻳﻮﺷﻴﺪا ﻛﺸﺖ ﺷﺪﻧﺪ‪ .‬در‬ ‫ﻃﻮل دوره‪ ،‬دﻣﺎي ﻣﺤﻴﻂ ﺑﻴﻦ ‪ 24‬ﺗﺎ ‪ 30‬درﺟﻪ ﺳﻠﺴﻴﻮس‬ ‫ﺛﺎﺑﺖ ﻣﺎﻧﺪ‪ .‬ﺑﻴﺴﺖ روز ﭘﺲ از ﻛﺸﺖ و در ﻣﺮﺣﻠﻪ ﺳﻪ ﺑﺮﮔﻲ‪،‬‬ ‫ﮔﻴﺎﻫﭽﻪﻫﺎ ﺑﺎ اﺳﺘﻔﺎده از ﻧﻤﻚ ‪ NaCl‬ﺗﺤﺖ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري‬

‫‪IR29‬‬

‫‪Code‬‬

‫‪ 100‬ﻣﻴﻠﻲﻣﻮﻻر ﻗﺮار ﮔﺮﻓﺘﻨﺪ‪ .‬ﻧﻤﻮﻧﻪﮔﻴﺮي ﺟﻬﺖ ﺑﺮرﺳﻲ‬ ‫ﺑﻴﺎن ژنﻫﺎ در ﺷﺶ ﻣﺮﺣﻠﻪ زﻣﺎﻧﻲ ﺷﺎﻣﻞ ‪،24 ،12 ،6 ،3‬‬ ‫‪ 48‬و ‪ 72‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺷﻮري اﻧﺠﺎم ﺷﺪ‪.‬‬ ‫ﻣﻘﺪار آب اﻛﺴﻴﮋﻧﻪ ﺑﺎ اﺳﺘﻔﺎده از روش ﺟﺎﻧﺎ و ﭼﺎدوري‬ ‫)‪ (Jana and Choudhuri, 1981‬اﻧﺪازهﮔﻴﺮي ﺷﺪ‪ .‬ﺑﺮاي‬ ‫اﻳﻦ ﻣﻨﻈﻮر‪ 0/5 ،‬ﮔﺮم ﺑﺎﻓﺖ ﺑﺮﮔﻲ در ‪ 3‬ﻣﻴﻠﻲ ﻟﻴﺘﺮ ﺑﺎﻓﺮ‬ ‫ﻓﺴﻔﺎت ﺑﺎ ‪ pH = 6/8‬ﻫﻤﻮژن و ﻋﺼﺎره ﺣﺎﺻﻞ ﺑﻪ ﻣﺪت ‪25‬‬ ‫دﻗﻴﻘﻪ در ﺳﺎﻧﺘﺮﻳﻔﻮژ )‪ (Biochrom Libras12‬ﺑﺎ ﻧﻴﺮوي‬ ‫‪ 12000‬دور در دﻗﻴﻘﻪ ﮔﺬاﺷﺘﻪ ﺷﺪ‪ .‬ﺑﺮاي اﻧﺪازهﮔﻴﺮي ﻣﻴﺰان‬ ‫آب اﻛﺴﻴﮋﻧﻪ‪ 3 ،‬ﻣﻴﻠﻲﻟﻴﺘﺮ از ﻋﺼﺎره ﺣﺎﺻﻞ ﺑﺮداﺷﺘﻪ و روي‬ ‫آن ﻳﻚ ﻣﻴﻠﻲﻟﻴﺘﺮ ﻛﻠﺮﻳﺪ ﺗﻴﺘﺎﻧﻴﻮم ‪ 0/1‬درﺻﺪ در اﺳﻴﺪ‬ ‫ﺳﻮﻟﻔﻮرﻳﻚ ‪ 20‬درﺻﺪ )‪ (v/v‬اﺿﺎﻓﻪ ﺷﺪ‪ .‬ﭘﺲ از آن‪ ،‬ﻣﺤﻠﻮل‬ ‫ﻓﻮق ﺑﻪ ﻣﺪت ‪ 15‬دﻗﻴﻘﻪ در داﺧﻞ ﺳﺎﻧﺘﺮﻳﻔﻮژ ﺑﺎ ﻧﻴﺮوي‬ ‫‪ 12000‬دور در دﻗﻴﻘﻪ ﻗﺮار ﮔﺮﻓﺖ و ﺳﭙﺲ ﻣﻴﺰان ﺟﺬب‬ ‫ﻣﺤﻠﻮل زرد رﻧﮓ ﺣﺎﺻﻠﻪ ﺑﻪ وﺳﻴﻠﻪ دﺳﺘﮕﺎه اﺳﭙﻜﺘﺮوﻓﺘﻮﻣﺘﺮ‬ ‫)‪ (Eppendorf 5804R‬در ﻃﻮل ﻣﻮج ‪ 410‬ﻧﺎﻧﻮﻣﺘﺮ ﺛﺒﺖ‬ ‫ﺷﺪ )‪ = 0/28 m.M-1.cm-1‬ﺿﺮﻳﺐ ﺧﺎﻣﻮﺷﻲ(‪.‬‬


‫ﺑﺮاي اﻧﺪازهﮔﻴﺮي ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﮔﺎﻳﺎﻛﻮل ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز‬ ‫)‪ (POD‬از ﺑﺎﻓﺮ ﻓﺴﻔﺎت ‪ 50‬ﻣﻴﻠﻲ ﻣﻮﻻر ﺑﺎ ‪ pH = 7‬اﺳﺘﻔﺎده‬ ‫ﺷﺪ‪ .‬ﺑﺮگﻫﺎي ﺑﺮﻧﺞ ﺑﻪ ﻛﻤﻚ ﻧﻴﺘﺮوژن ﻣﺎﻳﻊ در ﻫﺎون ﭼﻴﻨﻲ‬ ‫ﭘﻮدر ﺷﺪﻧﺪ‪ .‬ﻣﻘﺪار ‪ 0/5‬ﮔﺮم از ﭘﻮدر آﺳﻴﺎب ﺷﺪه ﺑﻪ‬ ‫ﻣﻴﻜﺮوﺗﻴﻮبﻫﺎي ‪ 2‬ﻣﻴﻠﻲﻟﻴﺘﺮي ﻣﻨﺘﻘﻞ ﺷﺪ و ﺑﺎ اﻓﺰودن ﻳﻚ‬ ‫ﻣﻴﻠﻲﻟﻴﺘﺮ از ﺑﺎﻓﺮ اﺳﺘﺨﺮاج‪ ،‬ﻧﺨﺴﺖ ورﺗﻜﺲ ﺷﺪه و ﺳﭙﺲ ﺑﻪ‬ ‫ﻣﺪت ‪ 15‬دﻗﻴﻘﻪ ﺑﺎ دور ‪ 14000‬دور در دﻗﻴﻘﻪ در دﻣﺎي ‪4‬‬ ‫درﺟﻪ ﺳﻠﺴﻴﻮس ﺳﺎﻧﺘﺮﻳﻔﻴﻮژ ﺷﺪﻧﺪ‪ .‬ﺑﺎ اﻧﺘﻘﺎل ﻋﺼﺎره روﻳﻲ ﺑﻪ‬ ‫ﻣﻴﻜﺮوﺗﻴﻮبﻫﺎي ‪ 1/5‬ﻣﻴﻠﻲﻟﻴﺘﺮي ﺑﻪ ﻣﺪت ‪ 10‬دﻗﻴﻘﻪ ﺑﺎ دور‬ ‫‪ 14000‬دور در دﻗﻴﻘﻪ در دﻣﺎي ‪ 4‬درﺟﻪ ﺳﻠﺴﻴﻮس‬ ‫ﺳﺎﻧﺘﺮﻳﻔﻴﻮژ و ﻋﺼﺎره روﻳﻲ ﺑﻪ ﻣﻴﻜﺮوﺗﻴﻮبﻫﺎي ﺑﺎ ﻫﻤﺎن‬ ‫ﺣﺠﻢ ﻣﻨﺘﻘﻞ ﺷﺪ و در ﻧﻬﺎﻳﺖ در ﻓﺮﻳﺰر‪ -80‬درﺟﻪ ﺳﻠﺴﻴﻮس‬ ‫ﻧﮕﻬﺪاري ﺷﺪ )‪.(Beauchamp and Fridovich, 1971‬‬ ‫ﺑﺮاي ﺳﻨﺠﺶ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز واﺑﺴﺘﻪ ﺑﻪ ﮔﺎﻳﻜﻮل از‬ ‫روش ﭼﺎﻧﺲ و ﻣﺎﻫﻠﻲ )‪(Chance and Maehly, 1955‬‬ ‫اﺳﺘﻔﺎده ﺷﺪ‪ .‬در اﻳﻦ روش از ﺑﺎﻓﺮ ‪ H2O2‬ﺑﺎ ﻏﻠﻈﺖ ﺛﺎﺑﺖ‬ ‫)‪ 225‬ﻣﻴﻠﻲ ﻣﻮﻻر( و ﺑﺎﻓﺮ ﮔﺎﻳﺎﻛﻮل در ﻏﻠﻈﺖﻫﺎي ﻣﺨﺘﻠﻒ‬ ‫‪ 60 ،45 ،30 ،15‬و ‪ 75‬ﻣﻴﻠﻲ ﻣﻮﻻر اﺳﺘﻔﺎده ﺷﺪ‪ .‬ﺑﺮاي‬ ‫اﻧﺪازهﮔﻴﺮي ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز‪ ،‬ﺑﺎﻓﺮ ‪ H2O2‬ﺑﻪ ﻣﻘﺪار‬ ‫‪ 495‬ﻣﻴﻜﺮوﻟﻴﺘﺮ و ﺑﺎﻓﺮ ﮔﺎﻳﺎﻛﻮل ﺑﻪ ﻫﻤﺎن ﻣﻘﺪار در دﻣﺎي‬ ‫ﭘﺎﻳﻴﻦ )ﻇﺮف ﺣﺎوي ﻳﺦ( در ﻛﻮت ﻳﻚ ﻣﻴﻠﻲ ﻟﻴﺘﺮي ﻣﺨﻠﻮط‬ ‫و ﭘﺲ از اﺿﺎﻓﻪ ﻛﺮدن ‪ 10‬ﻣﻴﻜﺮوﻟﻴﺘﺮ ﻋﺼﺎره آﻧﺰﻳﻤﻲ ﺑﻪ اﻳﻦ‬ ‫ﻣﺨﻠﻮط‪ ،‬ﻣﻘﺪار ﺟﺬب ﻧﻮر در ﻃﻮل ﻣﻮج ‪ 470‬ﻧﺎﻧﻮﻣﺘﺮ ﻃﻲ دو‬ ‫دﻗﻴﻘﻪ ﺑﺎ اﺳﺘﻔﺎده از دﺳﺘﮕﺎه اﺳﭙﻜﺘﺮوﻓﺘﻮﻣﺘﺮ ﻗﺮاﺋﺖ ﺷﺪ‪ .‬در‬


‫ﻣﺤﻠﻮل ﺷﺎﻫﺪ ﺑﻪ ﺟﺎي ﻋﺼﺎره آﻧﺰﻳﻤﻲ‪ 10 ،‬ﻣﻴﻜﺮوﻟﻴﺘﺮ از ﺑﺎﻓﺮ‬ ‫ﻓﺴﻔﺎت ‪ 50‬ﻣﻴﻠﻲ ﻣﻮﻻر )‪ (pH= 7‬اﺳﺘﻔﺎده ﺷﺪ‪.‬‬ ‫ﻫﻢزﻣﺎن‪ RNA ،‬ﻛﻞ ﺑﺎ اﺳﺘﻔﺎده از ﻛﻴﺖ اﺳﺘﺨﺮاج‬ ‫ﺷﺮﻛﺖ ﺳﻴﻨﺎژن )‪ ،(RNX- Plus Solution‬از رﻳﺸﻪﻫﺎي‬ ‫ﮔﻴﺎﻫﭽﻪﻫﺎي ﻣﺮﺑﻮﻃﻪ اﺳﺘﺨﺮاج ﺷﺪ‪ .‬ﻗﺒﻞ از ﺳﺎﺧﺖ ‪cDNA‬‬ ‫اﺑﺘﺪا ﺗﻴﻤﺎر ‪ RNA‬ﺑﺎ ‪ (Fermentas) DNase‬اﻧﺠﺎم ﮔﺮﻓﺖ‪.‬‬ ‫ﺳﭙﺲ ﺑﺮاي ژنﻫﺎي ﻛﺪﻛﻨﻨﺪه آﻧﺰﻳﻢﻫﺎي ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻮن‬ ‫ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز )‪ (OsGPX1‬و ﭘﺮاُﻛﺴﻲ ردوﻛﺴﻴﻦ )‪OsPrx-‬‬ ‫‪ (2F‬ﻣﻮﺟﻮد در ﻣﻴﺘﻮﻛﻨﺪري ﺗﻮﺳﻂ ﺑﺮﻧﺎﻣﻪ ‪Perl Primer‬‬ ‫)‪ (Marshal, 2004‬آﻏﺎزﮔﺮ ﻃﺮاﺣﻲ )ﺟﺪول ‪ (2‬و ﺑﺎ‬ ‫اﺳﺘﻔﺎده از دﺳﺘﮕﺎه ‪(BioRad- C1000) Real-Time‬‬ ‫ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن ژنﻫﺎي ﻣﻮرد ﻧﻈﺮ ﺳﻨﺠﻴﺪه ﺷﺪ‪ .‬در اﻳﻦ‬ ‫آزﻣﺎﻳﺶ‪ ،‬از ﻣﺤﻠﻮل ﻣﺎدري ‪Maxima ) Real Time PCR‬‬ ‫‪ (SYBR Green/ROX qPCR Master Mix‬و ژن‬ ‫‪ Ubiquitine‬ﺑﻪﻋﻨﻮان ژن ﻣﺒﻨﺎ اﺳﺘﻔﺎده ﺷﺪ )ﺟﺪول ‪.(2‬‬ ‫ﻧﺴﺒﺖ ﻣﻴﺰان روﻧﻮﻳﺴﻲ ‪ RNA‬ﻫﺪف ﺑﻪ ﻣﻴﺰان روﻧﻮﻳﺴﻲ‬ ‫ﻳﻚ ‪ RNA‬ﻣﺮﺟﻊ داﺧﻠﻲ‪ ،‬ﺑﻪﻋﻨﻮان ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن ژن از راﺑﻄﻪ‬ ‫‪ 1‬ارزﻳﺎﺑﻲ ﺷﺪ‪ .‬ارزش ﻧﺮﻣﺎل ﺷﺪه اﻳﻦ ﻧﺴﺒﺖ ﻧﻴﺰ ﺑﺎ اﺳﺘﻔﺎده‬ ‫از روش ‪ ΔΔCT‬ﺑﺮاي ﻧﻤﻮﻧﻪﻫﺎ ﻣﺤﺎﺳﺒﻪ ﺷﺪ )رواﺑﻂ ‪ 2‬و ‪:(3‬‬ ‫‪ =2 ΔΔCT‬ﻣﻴﺰان ﺗﻐﻴﻴﺮ ﻧﺴﺒﻲ ﺑﻴﺎن ژن‬ ‫)‪(1‬‬ ‫‪ΔΔCT = ΔCT treated – ΔCT untreated‬‬ ‫)‪(2‬‬ ‫‪ΔCT= Ct target gene – Ct reference gene‬‬ ‫)‪(3‬‬ ‫ﺑﺮاي رﺳﻢ ﻧﻤﻮدارﻫﺎي ﻣﺮﺑﻮط ﺑﻪ ﺑﻴﺎن ژنﻫﺎي ﻣﻮرد‬ ‫ﻧﻈﺮ از ﻧﺮماﻓﺰار ‪ EXCEL‬و ﺑﺮاي ﻣﻘﺎﻳﺴﻪ ﻣﻴﺎﻧﮕﻴﻦﻫﺎ از‬ ‫ﻧﺮماﻓﺰار ‪ SAS‬اﺳﺘﻔﺎده ﺷﺪ‪.‬‬

‫ﺟﺪول ‪ -2‬ﺗﻮاﻟﻲ و ﺷﻤﺎره دﺳﺘﺮﺳﻲ آﻏﺎزﮔﺮﻫﺎي ﻣﻮرد اﺳﺘﻔﺎده در ‪NCBI‬‬ ‫‪Table 2. Primers sequence and accession number in NCBI‬‬ ‫ﺷﻤﺎره دﺳﺘﺮﺳﻲ در ‪ NCBI‬ﻃﻮل ﻗﻄﻌﻪ ﺗﻜﺜﻴﺮي‬ ‫دﻣﺎي ذوب‬ ‫ژن‬ ‫ﺗﻮاﻟﻲ آﻏﺎزﮔﺮ‬ ‫‪Amplified‬‬ ‫‪NCBI accession‬‬ ‫‪Gene‬‬ ‫‪Primer sequence‬‬ ‫)‪TM (◦C‬‬ ‫‪segment length‬‬ ‫‪number‬‬ ‫‪Ubq-F‬‬ ‫´‪5´-ACCACTTCGACCGCCACTACT-3‬‬ ‫‪54‬‬ ‫‪157‬‬ ‫‪XM_006644067.1‬‬ ‫‪Ubq-R‬‬ ‫´‪5´-ACGCCTAAGCCTGCTGGTT-3‬‬ ‫´‪OsPrx-2F-F 5´-GAAAGTGGTCATCTTCGGCC-3‬‬ ‫‪55.5‬‬ ‫‪134‬‬ ‫‪XM_006643970.1‬‬ ‫´‪OsPrx-2F-R 5´-CCATTCAGGGCATAAGGGTC-3‬‬ ‫´‪OsGPX1-F 5´- AGCAACCTGCACTTATGCACT-3‬‬ ‫‪52.4‬‬ ‫‪189‬‬ ‫‪AY100689.1‬‬ ‫‪OsGPX-R‬‬ ‫´‪5´CAGCAAGGAAATTTATTGACATGA-3‬‬

‫ﻧﺘﺎﻳﺞ‬ ‫ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ﻣﻴﺰان‬ ‫ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ در ارﻗﺎم ﻣﻮرد ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ‪ ،‬ﻣﺘﻐﻴﺮ و در‬ ‫زﻣﺎنﻫﺎي ﻣﺨﺘﻠﻒ ﻣﺘﻔﺎوت ﺑﻮد‪ ،‬ﺑﻪﻧﺤﻮيﻛﻪ در ژﻧﻮﺗﻴﭗ‬

‫ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺷﺎﻫﺪ ‪ FL478‬ﺑﻴﺸﺘﺮﻳﻦ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ در ‪6‬‬ ‫ﺳﺎﻋﺖ و ﻛﻤﺘﺮﻳﻦ ﻣﻘﺪار ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آن در ‪ 48‬و ‪ 72‬ﺳﺎﻋﺖ‬ ‫ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﻣﺸﺎﻫﺪه ﺷﺪ )ﺷﻜﻞ ‪ ،(A-1‬در‬ ‫ﺣﺎﻟﻲ ﻛﻪ در ژﻧﻮﺗﻴﭗ ﺣﺴﺎس ﺷﺎﻫﺪ ‪ IR29‬اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ در‬


‫ﺳﺎﻋﺎت اوﻟﻴﻪ ﺗﻨﺶ‪ ،‬ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ ﻛﻤﻲ داﺷﺖ‪ ،‬اﻣﺎ ﺑﺎ ﮔﺬﺷﺖ زﻣﺎن‬ ‫ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آن اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ و ﺑﻴﺸﺘﺮﻳﻦ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ در‬ ‫زﻣﺎنﻫﺎي ‪ 48‬و ‪ 72‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﺛﺒﺖ‬ ‫ﺷﺪ )ﺷﻜﻞ ‪ .(B-1‬ﻧﻜﺘﻪ ﺟﺎﻟﺐ ﺗﻮﺟﻪ اﻳﻨﻜﻪ ﺑﺎ وﺟﻮد اﻳﻨﻜﻪ‬ ‫ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ‪ POD‬در رﻗﻢ ‪ IR29‬در ﺳﺎﻋﺎت اﺑﺘﺪاﻳﻲ‬ ‫ﺗﻨﺶ اﻧﺪك ﺑﻮد اﻣﺎ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ در ﻫﺮ دو رﻗﻢ ﺣﺴﺎس و‬ ‫ﻣﺘﺤﻤﻞ در ‪ 6‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﺗﻘﺮﻳﺒﺎً ﻳﻜﺴﺎن ﺑﻮد و در‬ ‫ﻣﺠﻤﻮع رﻗﻢ ‪ IR29‬ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ ﺑﻴﺸﺘﺮي ﻧﺴﺒﺖ ﺑﻪ ‪ FL478‬از‬ ‫ﺧﻮد ﻧﺸﺎن داد‪ .‬ﺑﻪ اﻳﻦ ﺗﺮﺗﻴﺐ‪ ،‬ﻣﻘﺎﻳﺴﻪ ﻣﻴﺰان ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ‬ ‫ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز در دو ژﻧﻮﺗﻴﭗ ‪ FL478‬و ‪ IR29‬در ﺷﺮاﻳﻂ ﺗﻨﺶ‬ ‫ﺷﻮري ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ژﻧﻮﺗﻴﭗ ‪ FL478‬در ﺳﺎﻋﺎت اوﻟﻴﻪ ﺗﻨﺶ‬ ‫ﺑﻴﺸﺘﺮﻳﻦ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ را داﺷﺖ و ﺑﻪ ﻣﺮور زﻣﺎن از ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آن‬ ‫ﻛﺎﺳﺘﻪ ﺷﺪ و ﻛﻤﺘﺮﻳﻦ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آن در ﺳﺎﻋﺎت اﻧﺘﻬﺎﻳﻲ ﺗﻨﺶ‬ ‫ﻣﺸﺎﻫﺪه ﺷﺪ‪ ،‬در ﺣﺎﻟﻲ ﻛﻪ وﺿﻌﻴﺖ در ژﻧﻮﺗﻴﭗ ‪ IR29‬ﻛﺎﻣﻼً‬ ‫ﺑﺮﻋﻜﺲ ﺑﻮد‪ ،‬ﺑﻪﻃﻮريﻛﻪ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ در ﺳﺎﻋﺎت اوﻟﻴﻪ‬ ‫ﺗﻨﺶ ﺧﻴﻠﻲ ﭼﺸﻢﮔﻴﺮ ﻧﺒﻮد‪ ،‬وﻟﻲ ﺑﺎ ﮔﺬﺷﺖ زﻣﺎن ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آن‬ ‫اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ و ﺑﻴﺸﺘﺮﻳﻦ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آن در اﻧﺘﻬﺎي ﺗﻨﺶ در‬ ‫زﻣﺎنﻫﺎي ‪ 48‬و ‪ 72‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺛﺒﺖ ﺷﺪ‪.‬‬ ‫ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﮔﺎﻳﺎﻛﻮل ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز در ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ و‬ ‫ﺣﺴﺎس ﺑﻮﻣﻲ )ﺣﺴﻨﻲ و ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ( از روﻧﺪ ﻣﺸﺎﺑﻬﻲ ﺑﺎ ﻧﻮع‬ ‫ﺑﻴﻦاﻟﻤﻠﻠﻲ ﺗﺒﻌﻴﺖ ﻣﻲﻧﻤﻮدﻧﺪ‪ .‬ﻣﻘﺎﻳﺴﻪ ﻣﻴﺰان ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ‬ ‫در دو ژﻧﻮﺗﻴﭗ ﺣﺴﻨﻲ و ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ در ﺷﺮاﻳﻂ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري‬ ‫ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ژﻧﻮﺗﻴﭗ ﺣﺴﻨﻲ ﺑﺎ اﻳﻨﻜﻪ در ﺳﺎﻋﺎت اوﻟﻴﻪ ﺗﻨﺶ‬ ‫ﺑﻴﺸﺘﺮﻳﻦ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ را داﺷﺖ )‪ 6‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ(‪ ،‬وﻟﻲ در‬ ‫ﺳﺎﻋﺎت ﭘﺎﻳﺎﻧﻲ ﺗﻨﺶ ﻧﻴﺰ ﻫﻤﭽﻨﺎن ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آن اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ‪،‬‬ ‫ﺑﻪﻧﺤﻮي ﻛﻪ در ‪ 48‬و ‪ 72‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﻧﻴﺰ اﻓﺰاﻳﺶ‬ ‫ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ ﻣﺸﺎﻫﺪه ﺷﺪ )ﺷﻜﻞ ‪ .(C-1‬ﺟﺎﻟﺐ ﺗﻮﺟﻪ‬ ‫اﻳﻨﻜﻪ ﻣﻴﺰان ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز در رﻗﻢ ﺣﺴﻨﻲ ﺑﻪ‬ ‫ﻣﺮاﺗﺐ ﺑﻴﺸﺘﺮ از رﻗﻢ ‪ FL478‬ﺑﻮد‪ .‬ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ ﻧﻴﺰ ﺑﻪﻋﻨﻮان ﻳﻚ‬ ‫رﻗﻢ ﺣﺴﺎس ﺑﻮﻣﻲ‪ ،‬روﻧﺪ ﻣﺸﺎﺑﻬﻲ را از رﻗﻢ ﺣﺴﺎس‬ ‫ﺑﻴﻦاﻟﻤﻠﻠﻲ )‪ (IR29‬در ﭘﻴﺶ ﮔﺮﻓﺖ‪ .‬آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز در‬ ‫اﻳﻦ رﻗﻢ ﺑﺎ وﺟﻮد اﻳﻨﻜﻪ ﻣﺜﻞ ‪ IR29‬در ﺳﺎﻋﺎت ﭘﺎﻳﺎﻧﻲ ﺗﻨﺶ‬ ‫ﺑﻴﺸﺘﺮﻳﻦ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ را داﺷﺖ‪ ،‬اﻣﺎ در ﺳﺎﻋﺎت ‪ 6‬و ‪ 12‬ﺳﺎﻋﺖ‬ ‫ﻧﻴﺰ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ ﻣﻨﺎﺳﺒﻲ را از ﺧﻮد ﻧﺸﺎن داد )ﺷﻜﻞ ‪ .(D-1‬از‬ ‫ﺟﻬﺘﻲ ﻣﻘﺎﻳﺴﻪ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ ﺑﺎ ﻧﻮع ﺑﻴﻦاﻟﻤﻠﻠﻲ ﻧﺸﺎن‬ ‫ﻣﻲدﻫﺪ ﻛﻪ ﻫﺮ دو رﻗﻢ در ‪ 12‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ‪ ،‬ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ‬ ‫ﻳﻜﺴﺎﻧﻲ از ﺧﻮد ﻧﺸﺎن دادﻧﺪ‪ .‬ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز در‬ ‫رﻗﻢ ﻣﺘﺤﻤﻞ ﻧﻌﻤﺖ ﻧﺴﺒﺖ ﺑﻪ دو رﻗﻢ ﻣﺘﺤﻤﻞ دﻳﮕﺮ ﺗﺎ‬ ‫ﺣﺪودي ﻣﺘﻤﺎﻳﺰ ﺑﻮد‪ .‬ﺑﺮاي ﻣﺜﺎل ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ در رﻗﻢ‬ ‫‪ FL478‬ﺗﺎ ‪ 6‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ اﻓﺰاﻳﺸﻲ ﺑﻮده و در ‪6‬‬


‫ﺳﺎﻋﺖ ﺑﻪ ﺣﺪاﻛﺜﺮ ﻣﻘﺪار ﺧﻮد رﺳﻴﺪه اﺳﺖ اﻣﺎ از ‪ 12‬ﺳﺎﻋﺖ‬ ‫ﺑﻪ ﺑﻌﺪ روﻧﺪ ﺻﻌﻮدي و ﻧﺰوﻟﻲ ﻣﺘﻨﺎوﺑﻲ را از ﺧﻮد ﺑﻪ ﻧﻤﺎﻳﺶ‬ ‫ﮔﺬاﺷﺘﻪ اﺳﺖ‪ .‬ﺑﺪﻳﻦ ﻧﺤﻮ ﻛﻪ در ‪ 12‬و ‪ 48‬ﺳﺎﻋﺖ ﺣﺎﻟﺖ‬ ‫ﺻﻌﻮدي و ﺳﺮﻋﺖ آن ﺑﻪ ‪ 0/015‬ﻧﺰدﻳﻚ ﺷﺪه اﻣﺎ در ‪ 24‬و‬ ‫‪ 72‬ﺳﺎﻋﺖ از ﺳﺮﻋﺖ ﻛﺎﺳﺘﻪ ﺷﺪه و ﺑﻪ ‪ 0/01‬رﺳﻴﺪه اﺳﺖ‪.‬‬ ‫اﻣﺎ در ﻧﻌﻤﺖ ﺑﻪ ﮔﻮﻧﻪ دﻳﮕﺮي ﺑﻮده اﺳﺖ‪ .‬در اﻳﻦ رﻗﻢ درﺳﺖ‬ ‫اﺳﺖ ﻛﻪ ﻣﺜﻞ ‪ FL478‬ﺑﻴﺸﺘﺮﻳﻦ ﻣﻘﺪار ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ در ‪ 6‬ﺳﺎﻋﺖ‬ ‫ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﺑﻮده اﺳﺖ‪ ،‬اﻣﺎ ﺑﺎ ﻣﻘﺎﻳﺴﻪ ﺳﺎﻋﺎت آﺗﻲ ﺗﻨﺶ‬ ‫ﺑﺪﻳﻦ ﻧﺘﻴﺠﻪ ﻣﻲرﺳﻴﻢ ﻛﻪ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ ﺑﻪ ﻣﺮور زﻣﺎن‬ ‫اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺘﻪ اﺳﺖ و در ‪ 72‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﺑﻪ ‪0/02‬‬ ‫ﻧﺰدﻳﻚ ﺷﺪه اﺳﺖ‪ .‬اﻣﺎ اﻳﻦ رﻗﻢ ﻧﺴﺒﺖ ﺑﻪ ﺣﺴﻨﻲ ﻧﻴﺰ از روﻧﺪ‬ ‫ﻣﺘﻔﺎوﺗﻲ ﺗﺒﻌﻴﺖ ﻣﻲﻧﻤﻮد‪ .‬در ﺣﺴﻨﻲ ﻧﻴﺰ )ﻣﺸﺎﺑﻪ ‪(FL478‬‬ ‫ﺗﺎ ‪ 6‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ اﻓﺰاﻳﺸﻲ ﺑﻮده و در ‪ 6‬ﺳﺎﻋﺖ ﺑﻪ‬ ‫ﺣﺪاﻛﺜﺮ ﻣﻘﺪار ﺧﻮد رﺳﻴﺪه اﺳﺖ اﻣﺎ از ‪ 12‬ﺳﺎﻋﺖ ﺑﻪ ﺑﻌﺪ‬ ‫روﻧﺪ ﺻﻌﻮدي و ﻧﺰوﻟﻲ ﻣﺘﻨﺎوﺑﻲ را از ﺧﻮد ﺑﻪ ﻧﻤﺎﻳﺶ ﮔﺬاﺷﺘﻪ‬ ‫اﺳﺖ‪ ،‬ﻫﺮﭼﻨﺪ ﻛﻪ ﻣﻴﺰان ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ در ﺣﺴﻨﻲ در ﺳﺎﻋﺎت‬ ‫ﭘﺎﻳﺎﻧﻲ ﺗﻨﺶ ﺑﻪ ﻣﺮاﺗﺐ ﺑﻴﺸﺘﺮ از رﻗﻢ ‪ FL478‬ﻣﻲﺑﺎﺷﺪ‪ .‬رﻗﻢ‬ ‫ﺧﺰر ﻧﻴﺰ ﺣﺎﻟﺖ ﻣﺸﺎﺑﻬﻲ داﺷﺖ‪ .‬ﺑﺪﻳﻦ ﻧﺤﻮ ﻛﻪ ﻣﻴﺰان ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ‬ ‫اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ در رﻗﻢ ﺧﺰر از ‪ 3‬ﺗﺎ ‪ 48‬ﺳﺎﻋﺖ روﻧﺪ اﻓﺰاﻳﺸﻲ‬ ‫داﺷﺘﻪ اﺳﺖ و در ‪ 48‬ﺳﺎﻋﺖ ﺑﻪ ﺣﺪاﻛﺜﺮ ﻣﻘﺪار ﺧﻮد رﺳﻴﺪه‬ ‫اﺳﺖ اﻣﺎ در ‪ 72‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ از ﻣﻴﺰان ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ‬ ‫آﻧﺰﻳﻢ ﻛﺎﺳﺘﻪ ﺷﺪه اﺳﺖ‪ .‬اﻣﺎ روﻧﺪ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ در ‪IR29‬‬ ‫ﻣﺘﻔﺎوت ﺑﻮد‪ .‬در ‪ IR29‬ﺗﺎ ‪ 6‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﻣﻘﺪار‬ ‫ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ اﻣﺎ در ‪ 12‬و ‪ 24‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از‬ ‫ﺗﻨﺶ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﺑﻪ ﻧﺤﻮ ﭼﺸﻢﮔﻴﺮي ﻛﺎﻫﺶ ﻳﺎﻓﺖ‪ .‬ﺳﭙﺲ‬ ‫ﻣﺠﺪداً در ‪ 48‬و ‪ 72‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ‬ ‫اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ و در ‪ 72‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﺑﻪ ﺣﺪاﻛﺜﺮ‬ ‫ﻣﻘﺪار ﺧﻮد رﺳﻴﺪ‪ .‬ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ ﻧﻴﺰ ﺣﺎﻟﺖ ﻣﺸﺎﺑﻬﻲ ﺑﺎ ‪IR29‬‬ ‫داﺷﺖ‪ .‬ﺑﺪﻳﻦ ﻧﺤﻮ ﻛﻪ ﺗﺎ ‪ 6‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﻣﻘﺪار ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ‬ ‫آﻧﺰﻳﻢ اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ‪ ،‬اﻣﺎ در ‪ 12‬و ‪ 24‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ‬ ‫ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﺑﻪ ﻧﺤﻮ ﭼﺸﻢﮔﻴﺮي ﻛﺎﻫﺶ ﻳﺎﻓﺖ‪ .‬ﻣﺠﺪداً در‬ ‫‪ 48‬و ‪ 72‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ اﻓﺰاﻳﺶ‬ ‫ﻳﺎﻓﺖ و در ‪ 72‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﺑﻪ ﺣﺪاﻛﺜﺮ ﻣﻘﺪار ﺧﻮد‬ ‫رﺳﻴﺪ )ﺷﻜﻞ ‪ .(F-1‬اﻳﻦ روﻧﺪ ﻣﺘﻔﺎوت در ارﻗﺎم ﻣﺨﺘﻠﻒ‬ ‫ﻧﺸﺎن ﻣﻲدﻫﺪ ﻛﻪ ﮔﻴﺎﻫﺎن از ﻣﻜﺎﻧﻴﺴﻢﻫﺎي آﻧﺰﻳﻤﻲ و ﻏﻴﺮ‬ ‫آﻧﺰﻳﻤﻲ ﻣﺘﻌﺪدي در ﺗﺤﻤﻞ ﻳﺎ ﺣﺴﺎﺳﻴﺖ ﺑﻪ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري‬ ‫اﺳﺘﻔﺎده ﻣﻲﻛﻨﻨﺪ و اﮔﺮﭼﻪ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز در ارﻗﺎم‬ ‫ﺣﺴﺎس ﻧﺴﺒﺖ ﺑﻪ ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﻴﺸﺘﺮ ﺑﻮد‪ ،‬اﻣﺎ ﮔﻴﺎﻫﺎن ﻣﺘﺤﻤﻞ‬ ‫ﺑﺎ ﺑﻪﻛﺎرﮔﻴﺮي ﺳﺎﻳﺮ اﺟﺰاي دﻓﺎع آﻧﺘﻲاﻛﺴﻴﺪاﻧﻲ ﻣﻲﺗﻮاﻧﻨﺪ‬ ‫ﺗﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﺷﻮري را در ﺧﻮد اﻓﺰاﻳﺶ دﻫﻨﺪ‪.‬‬



‫‪B‬‬

‫‪A‬‬

‫ﺳﺮﻋﺖ‬

‫ﺳﺮﻋﺖ‬

‫)‪V (mmol/s‬‬


‫ﺳﻮﺑﺴﺘﺮا )‪S (mmol‬‬


‫‪C‬‬

‫‪D‬‬

‫ﺳﺮﻋﺖ‬

‫ﺳﺮﻋﺖ‬





‫‪E‬‬

‫‪F‬‬

‫ﺳﺮﻋﺖ‬

‫ﺳﺮﻋﺖ‬





‫ﺷﻜﻞ ‪ -1‬ﺳﺮﻋﺖ واﻛﻨﺶ آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز در ﻏﻠﻈﺖﻫﺎي ﻣﺨﺘﻠﻒ ﺳﻮﺑﺴﺘﺮا در زﻣﺎنﻫﺎي ﻣﺨﺘﻠﻒ )‪ (A‬ژﻧﻮﺗﻴﭗ ‪ (B) ،FL478‬ژﻧﻮﺗﻴﭗ ‪،IR29‬‬ ‫)‪ (C‬ژﻧﻮﺗﻴﭗ ﺣﺴﻨﻲ‪ (D) ،‬ژﻧﻮﺗﻴﭗ ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ‪ (E) ،‬ژﻧﻮﺗﻴﭗ ﻧﻌﻤﺖ‪ (F) ،‬ژﻧﻮﺗﻴﭗ ﺧﺰر‬ ‫‪Figure 1. Diagramon of peroxidase reaction rate at different times in different substrate concentrations:‬‬ ‫‪(A) FL478, (B) IR29, (C) Hassani, (D) Anbarboo, (E) Nemat, (F) Khazar‬‬

‫ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ﺑﻴﺎن ژن ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻦ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز )‪(OsGPX1‬‬ ‫ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ﺑﻴﺸﺘﺮﻳﻦ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در رﻳﺸﻪ رﻗﻢ‬

‫‪ FL478‬در ‪ 6‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﻣﺸﺎﻫﺪه‬ ‫ﺷﺪ و ﺳﭙﺲ در زﻣﺎنﻫﺎي ‪ 48 ،24 ،12‬و ‪ 72‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از‬



‫ﺗﻨﺶ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن ﺑﻪ ﻃﻮر ﻣﻌﻨﻲداري ﻛﺎﻫﺶ ﻳﺎﻓﺖ‬ ‫)ﺷﻜﻞ ‪ .(A-2‬ﺑﻴﺎن ژن ‪ OsGPX1‬در ژﻧﻮﺗﻴﭗ ﺣﺴﺎس‬ ‫‪ IR29‬ﻧﻴﺰ ﺑﺎ اﻓﺰاﻳﺶ زﻣﺎن ﺗﻨﺶ اﺑﺘﺪا اﻧﺪﻛﻲ اﻓﺰاﻳﺶ و‬ ‫ﺳﭙﺲ ﻛﺎﻫﺶ ﭘﻴﺪا ﻛﺮد‪ ،‬ﺑﻪ اﻳﻦ ﺗﺮﺗﻴﺐ ﻛﻪ در زﻣﺎن ‪ 6‬و ‪12‬‬ ‫ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺑﻪ ﺑﺎﻻﺗﺮﻳﻦ ﻣﻴﺰان ﺧﻮد رﺳﻴﺪ‬ ‫)ﻫﺮﭼﻨﺪ ﻛﻪ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن ﻧﺴﺒﺖ ﺑﻪ رﻗﻢ ‪ FL478‬در‬ ‫ﻫﻤﻴﻦ زﻣﺎن ﺑﺴﻴﺎر ﻧﺎﭼﻴﺰ ﺑﻮد( و ﭘﺲ از آن ﻣﺠﺪداً ﻛﺎﻫﺶ‬ ‫ﻳﺎﻓﺖ و در زﻣﺎن ‪ 72‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﺑﻪ ﺣﺪاﻗﻞ ﻣﻘﺪار‬ ‫ﺧﻮد رﺳﻴﺪ‪ .‬ﻣﻘﺎﻳﺴﻪ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در دو رﻗﻢ ﺷﺎﻫﺪ‬ ‫ﻣﺘﺤﻤﻞ و ﺣﺴﺎس ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ﻫﺮ ﭼﻨﺪ اﻳﻦ ژن در ﻫﺮ دو‬ ‫رﻗﻢ ﺣﺴﺎس و ﻣﺘﺤﻤﻞ در ﺳﺎﻋﺎت اوﻟﻴﻪ ﺗﻨﺶ ﺑﻴﺎن ﺷﺪ‪ ،‬اﻣﺎ‬ ‫ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در رﻗﻢ ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﻣﺮاﺗﺐ ﺑﺴﻴﺎر ﺑﻴﺸﺘﺮ‬ ‫از رﻗﻢ ﺣﺴﺎس و ﺗﻔﺎوت آﻧﻬﺎ ﻣﻌﻨﻲدار ﺑﻮد‪ .‬ﻣﻘﺎﻳﺴﻪ ﻣﻴﺰان‬ ‫ﺑﻴﺎن ﻧﺴﺒﻲ ژن ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز در اﻳﻦ دو رﻗﻢ ﺷﺎﻫﺪ ﻧﺴﺒﺖ ﺑﻪ‬ ‫ارﻗﺎم اﻳﺮاﻧﻲ ﻣﻮرد ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ﻣﻘﺪار ﺑﻴﺎن آن در‬

‫ﺑﻴﺎن ﻧﺴﺒﻲ‬

‫زﻣﺎن‬

‫‪The relative expression‬‬



‫ﺣﺴﻨﻲ‬

‫‪A‬‬

‫زﻣﺎن‬

‫‪Time‬‬

‫‪Time‬‬

‫ﺧﺰر‬


‫ﻧﻌﻤﺖ‬


‫‪C‬‬

‫زﻣﺎن‬


‫‪B‬‬

‫ارﻗﺎم ﺑﻮﻣﻲ و اﺻﻼح ﺷﺪه اﻳﺮاﻧﻲ ﺑﺴﻴﺎر ﻛﻤﺘﺮ از ارﻗﺎم ﺷﺎﻫﺪ‬ ‫ﺑﻴﻦاﻟﻤﻠﻠﻲ )ﺑﻪ ﺗﺮﺗﻴﺐ ‪ %20‬و ‪ (%15‬ﺑﻮد‪ .‬ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ﺑﻴﺎن اﻳﻦ‬ ‫ژن در ارﻗﺎم ﺑﻮﻣﻲ ﺣﺴﻨﻲ و ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ اﻳﻦ ارﻗﺎم‬ ‫داراي اﻟﮕﻮي ﻣﺸﺎﺑﻬﻲ ﺑﺎ ارﻗﺎم ﺷﺎﻫﺪ ﺑﻴﻦاﻟﻤﻠﻠﻲ ﺑﻮدﻧﺪ‪،‬‬ ‫ﺑﻪﻃﻮريﻛﻪ ﺑﻴﺸﺘﺮﻳﻦ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در رﻳﺸﻪ رﻗﻢ‬ ‫ﺣﺴﻨﻲ در ‪ 6‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﻣﺸﺎﻫﺪه ﺷﺪ‬ ‫و ﭘﺲ از آن ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن ﺑﻪ ﻃﻮر ﻗﺎﺑﻞ ﻣﻼﺣﻈﻪاي‬ ‫ﻛﺎﻫﺶ ﻳﺎﻓﺖ‪ ،‬ﻫﺮ ﭼﻨﺪ ﻛﻪ در ‪ 24‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﻧﻴﺰ ﺑﻪ‬ ‫ﻧﺤﻮ ﺧﻔﻴﻔﻲ ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ‪ .‬در ﻣﻘﺎﺑﻞ‪ ،‬ﺑﻴﺎن اﻳﻦ‬ ‫ژن در ژﻧﻮﺗﻴﭗ ﺣﺴﺎس ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ ﺑﺎ اﻓﺰاﻳﺶ زﻣﺎن ﺗﻨﺶ اﺑﺘﺪا‬ ‫ﺑﻪﺗﺪرﻳﺞ اﻓﺰاﻳﺶ و ﭘﺲ از آن ﻛﺎﻫﺶ ﭘﻴﺪا ﻛﺮد‪ ،‬ﺑﻪ اﻳﻦ‬ ‫ﺗﺮﺗﻴﺐ ﻛﻪ ﺑﺎ ﮔﺬﺷﺖ زﻣﺎن ﺗﻨﺶ ﺷﻮري از ‪ 3‬ﺗﺎ ‪ 12‬ﺳﺎﻋﺖ‬ ‫ﺑﻴﺎن ژن اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ و در ‪ 12‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ‪،‬‬ ‫ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن ژن ﺑﻪ ﺑﺎﻻﺗﺮﻳﻦ ﺣﺪ ﺧﻮد رﺳﻴﺪ و ﺳﭙﺲ ﻣﺠﺪداً‬ ‫ﻛﺎﻫﺶ ﻳﺎﻓﺖ )ﺷﻜﻞ ‪.(B-2‬‬

‫‪Time‬‬

‫ﺷﻜﻞ ‪ -2‬اﻟﮕﻮي ﺑﻴﺎن ژن ‪ OsGPX1‬ﺑﺎ روش ‪ Real time PCR‬ﺗﺤﺖ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري در ﮔﻴﺎﻫﭽﻪﻫﺎي ﺑﺮﻧﺞ‪ .A .‬ﺑﻴﺎن ژن در ارﻗﺎم ‪ FL478‬و‬ ‫‪ .B ،IR29‬ﺑﻴﺎن ژن در ارﻗﺎم ﺣﺴﻨﻲ و ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ‪ .C ،‬ﺑﻴﺎن ژن در ارﻗﺎم ﻧﻌﻤﺖ و ﺧﺰر‬ ‫‪Figure 2. The pattern of OsGPX1 expression using Real-time PCR under salt stress in rice seedlings. Gene‬‬ ‫‪expression in A. FL478 and IR29, B. Hassani and Anbarboo, C. Nemat and Khazar‬‬


‫ﺑﺮرﺳﻲ ﺑﻴﺎن ژن ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻦ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز )‪ (OsGPX1‬در‬ ‫ارﻗﺎم اﺻﻼح ﺷﺪه ﻧﻌﻤﺖ و ﺧﺰر ﻧﻴﺰ ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ﺑﻴﺸﺘﺮﻳﻦ‬ ‫ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در رﻳﺸﻪ ﻫﺮ دو رﻗﻢ ﻧﻌﻤﺖ و ﺧﺰر در ‪6‬‬ ‫ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﻣﺸﺎﻫﺪه ﺷﺪ و ﭘﺲ از آن‬ ‫ﺑﺎ ﮔﺬﺷﺖ زﻣﺎن ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن ﺑﻪ ﻃﻮر ﻗﺎﺑﻞ ﻣﻼﺣﻈﻪاي در ﻫﺮ‬ ‫دو رﻗﻢ ﻛﺎﻫﺶ ﻳﺎﻓﺖ‪ .‬ﻧﻜﺘﻪ ﻣﻬﻢ در ﻣﻮرد ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ‬ ‫ژن در اﻳﻦ دو رﻗﻢ اﺻﻼح ﺷﺪه ﻣﺘﺤﻤﻞ و ﺣﺴﺎس اﻳﻦ ﺑﻮد‬ ‫ﻛﻪ ﺑﺮ ﺧﻼف ارﻗﺎم ﺷﺎﻫﺪ و ﺑﻮﻣﻲ ﻣﺘﺤﻤﻞ و ﺣﺴﺎس‪ ،‬ﻣﻴﺰان‬ ‫ﺑﻴﺎن ژن در رﻗﻢ ﺣﺴﺎس ﺧﺰر در زﻣﺎنﻫﺎي ‪ 12 ،6‬و ‪48‬‬ ‫ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﺑﻴﺸﺘﺮ از رﻗﻢ ﻣﺘﺤﻤﻞ‬ ‫ﻧﻌﻤﺖ ﺑﻮد‪ ،‬ﺑﻪﻃﻮريﻛﻪ اﺧﺘﻼف ﺑﻴﺎن ژن در اﻳﻦ دو رﻗﻢ در‬ ‫زﻣﺎنﻫﺎي ‪ 12‬و ‪ 48‬ﺳﺎﻋﺖ ﻣﻌﻨﻲدار ﺑﻮد‪ ،‬اﻣﺎ در ‪ 6‬ﺳﺎﻋﺖ‬ ‫ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﺗﻔﺎوت آﻧﻬﺎ ﻣﻌﻨﻲدار ﻧﺒﻮد )ﺷﻜﻞ ‪.(C-2‬‬ ‫ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ژن ﭘﺮاُﻛﺴﻲ ردوﻛﺴﻴﻦ )‪ (OsPrx-2F‬ﻧﺸﺎن داد‬ ‫ﻛﻪ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در رﻳﺸﻪ رﻗﻢ ‪ FL478‬در ﺳﺎﻋﺎت‬ ‫اوﻟﻴﻪ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺗﻐﻴﻴﺮي ﻧﻜﺮد‪ ،‬اﻣﺎ در ﺳﺎﻋﺎت‬ ‫ﭘﺎﻳﺎﻧﻲ ﺗﻨﺶ )‪ 72‬ﺳﺎﻋﺖ( ﺑﻪ ﻧﺤﻮ ﭼﺸﻢﮔﻴﺮي اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ‬ ‫)ﺷﻜﻞ ‪ .(A-3‬در ژﻧﻮﺗﻴﭗ ﺣﺴﺎس ‪ IR29‬ﻧﻴﺰ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن‬ ‫اﻳﻦ ژن در دو ﻣﻘﻄﻊ زﻣﺎﻧﻲ ‪ 24‬و ‪ 72‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل‬ ‫ﺗﻨﺶ اﻓﺰاﻳﺶ داﺷﺖ و در ﺳﺎﻳﺮ زﻣﺎنﻫﺎ ﺗﻐﻴﻴﺮي ﻧﻜﺮد‪ ،‬اﻣﺎ‬ ‫ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن ﻧﺴﺒﺖ ﺑﻪ رﻗﻢ ﻣﺘﺤﻤﻞ ‪ FL478‬ﺑﻪ ﻣﺮاﺗﺐ ﻛﻤﺘﺮ‬ ‫ﺑﻮد‪ .‬ﺑﺮ اﺳﺎس ﻣﺸﺎﻫﺪات‪ ،‬ﻫﺮ ﭼﻨﺪ اﻳﻦ ژن در ﻫﺮ دو رﻗﻢ‬ ‫ﺣﺴﺎس و ﻣﻘﺎوم در ﺳﺎﻋﺎت اﻧﺘﻬﺎﻳﻲ ﺗﻨﺶ ﺑﻴﺎن ﺷﺪ‪ ،‬اﻣﺎ‬ ‫ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن در رﻗﻢ ﻣﻘﺎوم ﺑﻪ ﻣﺮاﺗﺐ ﺑﺴﻴﺎر ﺑﻴﺸﺘﺮ از رﻗﻢ‬ ‫ﺣﺴﺎس ﺑﻮد‪ .‬از ﻃﺮف دﻳﮕﺮ‪ ،‬ﺑﻴﺎن ﻧﺴﺒﻲ اﻳﻦ ژن در اﻳﻦ دو‬ ‫رﻗﻢ ﺷﺎﻫﺪ ﺑﻪ ﻣﺮاﺗﺐ ﺑﻴﺸﺘﺮ از ارﻗﺎم ﺑﻮﻣﻲ و اﺻﻼح ﺷﺪه‬ ‫ﻣﻮرد ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ﺑﻮد )ﺷﻜﻞ ‪ .(A-3‬ارﻗﺎم ﺣﺴﻨﻲ و ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ ﻧﻴﺰ‬ ‫اﻟﮕﻮي ﻣﺸﺎﺑﻬﻲ ﺑﺎ ارﻗﺎم ﺷﺎﻫﺪ ﺑﻴﻦاﻟﻤﻠﻠﻲ داﺷﺘﻨﺪ‪ .‬ﺑﻴﺎن اﻳﻦ‬ ‫ژن در رﻗﻢ ﺣﺴﻨﻲ از روﻧﺪي اﻓﺰاﻳﺸﻲ ﺗﺒﻌﻴﺖ ﻛﺮد‪ .‬ﺑﻪﻧﺤﻮي‬ ‫ﻛﻪ ﺑﻪ ﻣﺮور زﻣﺎن ﺑﻪﺗﺪرﻳﺞ ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ و در‬ ‫‪ 72‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺑﻪ ﺣﺪاﻛﺜﺮ ﻣﻘﺪار ﺧﻮد رﺳﻴﺪ‬ ‫)ﺷﻜﻞ ‪ .(B-3‬در رﻗﻢ ﺣﺴﺎس ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ ﻧﻴﺰ ﺑﺎ اﻓﺰاﻳﺶ زﻣﺎن‬ ‫ﺗﻨﺶ ﺑﻪﺗﺪرﻳﺞ اﻓﺰاﻳﺶ ﭘﻴﺪا ﻛﺮد و در ‪ 48‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از‬ ‫اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ‪ ،‬ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن ژن ﺑﻪ ﺑﺎﻻﺗﺮﻳﻦ ﺣﺪ ﺧﻮد رﺳﻴﺪ‪ ،‬اﻣﺎ‬ ‫ﻣﺠﺪداً در اﻧﺘﻬﺎ اﻳﻦ ﻣﻘﺪار ﻛﺎﻫﺶ ﻳﺎﻓﺖ )ﺷﻜﻞ ‪.(B-3‬‬ ‫ﺑﺮرﺳﻲ ﺑﻴﺎن ژن ﭘﺮاُﻛﺴﻲ ردوﻛﺴﻴﻦ در ارﻗﺎم ﻧﻌﻤﺖ و‬ ‫ﺧﺰر ﻧﻴﺰ ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ اﮔﺮﭼﻪ ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن ﻃﻲ دوره اﻋﻤﺎل‬ ‫ﺗﻨﺶ ﺷﻮري در اﻳﻦ دو رﻗﻢ اﺻﻼح ﺷﺪه اﻳﺮاﻧﻲ اﻓﺰاﻳﺶ‬ ‫ﻳﺎﻓﺖ‪ ،‬اﻣﺎ اﻟﮕﻮي ﺑﻴﺎن ژن در آﻧﻬﺎ اﻧﺪﻛﻲ ﻣﺘﻔﺎوت از ﺳﺎﻳﺮ‬ ‫ارﻗﺎم ﻣﻮرد ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ﺑﻮد‪ .‬ﺑﺮرﺳﻲ ﻧﺘﺎﻳﺞ ﺗﺤﻘﻴﻖ ﺣﺎﺿﺮ ﻧﺸﺎن‬


‫داد ﻛﻪ ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در رﻗﻢ ﻧﻌﻤﺖ در ﻛﻞ دوره اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ‬ ‫از روﻧﺪ ﻛﺎﻣﻼً اﻓﺰاﻳﺸﻲ ﺑﺮﺧﻮردار ﺑﻮد‪ ،‬ﺑﻪﻃﻮريﻛﻪ در ‪ 24‬و‬ ‫‪ 48‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ‪ ،‬ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻓﺰاﻳﺶ دو ﺑﺮاﺑﺮي‬ ‫ﻧﺴﺒﺖ ﺑﻪ ﺳﺎﻋﺎت اوﻟﻴﻪ ﺗﻨﺶ از ﺧﻮد ﻧﺸﺎن داد و در اﻧﺘﻬﺎ در‬ ‫‪ 72‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﺑﻪ ﺣﺪاﻛﺜﺮ ﻣﻘﺪار ﺧﻮد رﺳﻴﺪ )ﺷﻜﻞ‬ ‫‪ .(C-3‬ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در ژﻧﻮﺗﻴﭗ ﺣﺴﺎس ﺧﺰر ﻧﻴﺰ ﺑﺎ اﻓﺰاﻳﺶ‬ ‫زﻣﺎن ﺗﻨﺶ ﺑﻪﺗﺪرﻳﺞ اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ‪ ،‬ﺑﻪ اﻳﻦ ﺗﺮﺗﻴﺐ ﻛﻪ از ‪ 3‬ﺗﺎ‬ ‫‪ 12‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ دﭼﺎر ﺗﻐﻴﻴﺮات ﻧﻮﺳﺎﻧﻲ ﺑﻮد‪،‬‬ ‫اﻣﺎ در ‪ 24‬و ‪ 48‬ﺳﺎﻋﺖ ﺑﻪ ﺣﺪاﻛﺜﺮ ﻣﻴﺰان ﺧﻮد رﺳﻴﺪ و‬ ‫ﻣﺠﺪداً ﭘﺲ از ﮔﺬﺷﺖ ‪ 72‬ﺳﺎﻋﺖ ﺑﻴﺎن ژن ﻛﺎﻫﺶ‬ ‫ﭼﺸﻢﮔﻴﺮي داﺷﺖ‪ .‬ﻧﻜﺘﻪ ﺟﺎﻟﺐ ﺗﻮﺟﻪ اﻳﻨﻜﻪ ﺑﻴﺎن ﻧﺴﺒﻲ اﻳﻦ‬ ‫ژن در ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس ﺑﻮﻣﻲ و اﺻﻼح ﺷﺪه در زﻣﺎن ‪ 24‬و ‪48‬‬ ‫ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﺑﻪ ﻧﺤﻮ ﭼﺸﻢﮔﻴﺮي ﺑﻴﺸﺘﺮ از ارﻗﺎم‬ ‫ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﻮد‪ ،‬اﻣﺎ اﻳﻦ ﺗﻔﺎوت در زﻣﺎن ‪ 72‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از‬ ‫ﺗﻨﺶ ﺑﺮﻋﻜﺲ و ﺑﻴﺎن ژن در ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﺴﻴﺎر ﺑﻴﺸﺘﺮ از‬ ‫ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس ﺑﻮد )ﺷﻜﻞ ‪.(C-3‬‬ ‫ﺗﻐﻴﻴﺮات ﻣﻘﺪار ‪ H2O2‬در ارﻗﺎم ﻣﻮرد ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ در ﺷﻜﻞ‬ ‫‪ 4‬اراﻳﻪ ﺷﺪه اﺳﺖ‪ .‬ﻫﻤﺎنﻃﻮر ﻛﻪ ﺑﻪ ﺧﻮﺑﻲ در اﻳﻦ ﺷﻜﻞ ﻧﻴﺰ‬ ‫ﻧﺸﺎن داده ﺷﺪه اﺳﺖ‪ ،‬ﻣﻘﺪار ‪ H2O2‬در ارﻗﺎم ﻣﺨﺘﻠﻒ و در‬ ‫زﻣﺎنﻫﺎي ﻣﺨﺘﻠﻒ اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﺗﻘﺮﻳﺒﺎً ﻣﺘﻔﺎوت ﺑﻮد‪.‬‬ ‫ﺑﻪﻋﻨﻮان ﻣﺜﺎل در رﻗﻢ ‪ FL478‬ﻣﻴﺰان ‪ H2O2‬ﺗﺎ ‪ 6‬ﺳﺎﻋﺖ‬ ‫ﭘﺲ از اﻋﻤﺎل ﺗﻨﺶ اﻓﺰاﻳﺶ ﻧﺸﺎن داد و ﭘﺲ از آن ﺑﻪ ﻣﺮور‬ ‫زﻣﺎن‪ ،‬ﻣﻘﺪار ‪ H2O2‬ﻛﺎﻫﺶ ﻗﺎﺑﻞ ﻣﻼﺣﻈﻪاي داﺷﺖ‪ ،‬در‬ ‫ﺣﺎﻟﻲﻛﻪ در دو رﻗﻢ ﻣﻘﺎوم ﺑﻮﻣﻲ و اﺻﻼح ﺷﺪه اﻳﺮاﻧﻲ‬ ‫وﺿﻌﻴﺖ ﻛﻤﻲ ﻣﺘﻔﺎوت ﺑﻮد‪ .‬ﺑﻪﻋﻨﻮان ﻣﺜﺎل در رﻗﻢ ﺣﺴﻨﻲ‬ ‫ﻣﻴﺰان ‪ H2O2‬ﺗﺎ ‪ 12‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ اﻓﺰاﻳﺶ داﺷﺖ و‬ ‫ﭘﺲ از آن ﺑﻪ ﻣﺮور زﻣﺎن ﻛﺎﻫﺶ ﻗﺎﺑﻞ ﻣﻼﺣﻈﻪاي ﻳﺎﻓﺖ‪ .‬در‬ ‫رﻗﻢ ﻣﻘﺎوم ﻧﻌﻤﺖ ﻧﻴﺰ ﭼﻨﻴﻦ وﺿﻌﻴﺘﻲ ﺣﺎﻛﻢ ﺑﻮد‪ .‬در اﻳﻦ رﻗﻢ‬ ‫ﻣﻴﺰان ‪ H2O2‬ﺗﺎ ‪ 12‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ اﻓﺰاﻳﺶ داﺷﺖ‪ ،‬اﻣﺎ‬ ‫اﻳﻦ ﻣﻴﺰان در ‪ 24‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﺗﻐﻴﻴﺮي ﻧﺪاﺷﺖ و‬ ‫ﭘﺲ از ﻛﺎﻫﺶ ﻗﺎﺑﻞ ﻣﻼﺣﻈﻪاي را ﻧﺸﺎن داد‪ .‬در ﻣﻘﺎﺑﻞ‪،‬‬ ‫رﻓﺘﺎر ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس از ﻧﻈﺮ ‪ H2O2‬ﻣﺘﻐﻴﺮ ﺑﻮد‪ .‬ﺑﺪﻳﻦ ﺷﻜﻞ ﻛﻪ‬ ‫در رﻗﻢ ‪ IR29‬ﻣﻴﺰان ‪ H2O2‬ﺗﺎ ‪ 48‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ‬ ‫اﻓﺰاﻳﺶ و در ‪ 72‬ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ ﺑﻪ ﺷﻜﻞ ﺧﻔﻴﻔﻲ‬ ‫ﻛﺎﻫﺶ داﺷﺖ‪ .‬در رﻗﻢ ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ ﻧﻴﺰ ﻣﻴﺰان ‪ H2O2‬ﺗﺎ ‪24‬‬ ‫ﺳﺎﻋﺖ ﭘﺲ از ﺗﻨﺶ اﻓﺰاﻳﺶ داﺷﺖ و از ‪ 48‬ﺳﺎﻋﺖ ﻣﻘﺪار آن‬ ‫ﻛﺎﻫﺶ ﻳﺎﻓﺖ‪ .‬در ﺑﻴﻦ ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس رﻗﻢ ﺧﺰر از ﻫﻴﭻ روﻧﺪ‬ ‫ﺧﺎﺻﻲ ﺗﺒﻌﻴﺖ ﻧﻜﺮد‪ .‬در اﻳﻦ رﻗﻢ از ﺳﺎﻋﺎت اﺑﺘﺪاﻳﻲ ﺗﺎ‬ ‫ﺳﺎﻋﺎت اﻧﺘﻬﺎﻳﻲ ﺗﻨﺶ ﻣﻘﺪار ‪ H2O2‬اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ و ﻫﻴﭻ‬ ‫ﻛﺎﻫﺸﻲ در ﻣﻘﺪار آن ﻣﺸﺎﻫﺪه ﻧﺸﺪ‪.‬‬

‫ﻛﺮدرﺳﺘﻤﻲ و ﻫﻤﻜﺎران‬ ‫ﺑﻴﺎن ﻧﺴﺒﻲ‬

A

B ‫ﺣﺴﻨﻲ‬

The relative expression



1395 ‫ ﺑﻬﺎر‬/‫ ﺷﻤﺎره اول‬/‫ دوره ﺷﺸﻢ‬/‫ﺗﺤﻘﻴﻘﺎت ﻏﻼت‬



Time


‫زﻣﺎن‬

Time

‫زﻣﺎن‬

C ‫ﻧﻌﻤﺖ‬

‫ﺧﺰر‬

Time

‫زﻣﺎن‬

،IR29 ‫ و‬FL478 ‫( ارﻗﺎم‬A .‫ ﺗﺤﺖ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري در ﮔﻴﺎﻫﭽﻪﻫﺎي ﺑﺮﻧﺞ‬Real time PCR ‫ ﺑﺎ روش‬OsPrx-2F ‫ اﻟﮕﻮي ﺑﻴﺎن ژن‬-3 ‫ﺷﻜﻞ‬ .‫( ارﻗﺎم ﻧﻌﻤﺖ و ﺧﺰر‬C ،‫( ارﻗﺎم ﺣﺴﻨﻲ و ﻋﻨﺒﺮﺑﻮ‬B

H2O2 (µmol g-1 DW)

Figure 3. The pattern of OsPrx-2F expression using Real-time PCR under salt stress in rice seedlings. A: FL478 and IR29, B: Hassani and Anbarboo, C: Nemat and Khazar.

‫ ﺗﺤﺖ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري در ﮔﻴﺎﻫﭽﻪﻫﺎي ﺑﺮﻧﺞ‬H2O2 ‫ اﻟﮕﻮي رﻓﺘﺎر‬-4 ‫ﺷﻜﻞ‬ Figure 4. H2O2 behavior under salt stress in the rice seedlings


‫ﺑﺤﺚ‬ ‫در اﻳﻦ ﺗﺤﻘﻴﻖ ﻣﻴﺰان ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ ﻋﻮاﻣﻞ ﺳﻢزداي ‪ROS‬‬

‫ﺗﺤﺖ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﻣﻮرد ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ﻗﺮار ﮔﺮﻓﺖ‪ .‬ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ‬ ‫ﮔﺎﻳﺎﻛﻮل ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز ﺗﺤﺖ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري در ﺗﻤﺎﻣﻲ ارﻗﺎم ﺑﻪ‬ ‫ﺷﺪت اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ‪ .‬در ﻣﻄﺎﻟﻌﺎت ﻗﺒﻠﻲ ﻣﺸﺨﺺ ﺷﺪه اﺳﺖ‬ ‫ﻛﻪ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز در ﻣﺘﺎﺑﻮﻟﻴﺴﻢ ﮔﻮﻧﻪﻫﺎي ﻓﻌﺎل اﻛﺴﻴﮋن‪،‬‬ ‫ﺑﻴﻮﺳﻨﺘﺰ دﻳﻮاره ﺳﻠﻮﻟﻲ ﮔﻴﺎﻫﺎن ﺑﺎ ﺗﺴﺮﻳﻊ آﺧﺮﻳﻦ ﻣﺮﺣﻠﻪ از‬ ‫ﺳﻨﺘﺰ ﻟﻴﮕﻨﻴﻦ و ﺳﻮﺑﺮﻳﻦ‪ ،‬ﻧﻘﺶ اﻳﻔﺎ ﻣﻲﻛﻨﻨﺪ ) ‪Quiroga et‬‬ ‫‪ .(al., 2000‬ﺷﻮري ﺑﺎ ﺗﻮﻟﻴﺪ ﮔﻮﻧﻪﻫﺎي ﻓﻌﺎل اﻛﺴﻴﮋن ﻣﻮﺟﺐ‬ ‫اﻟﻘﺎء ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز ﻣﻲﺷﻮد‪ .‬ﻣﺎﻧﻨﺪ اﻳﻦ ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ‪ ،‬ﺑﺴﻴﺎري‬ ‫از ﻣﺤﻘﻘﻴﻦ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧـﺰﻳﻢ را ﺑﻪﻋﻨﻮان ﻳﻚ ﻋﺎﻣﻞ ﻛﻠﻴﺪي‬ ‫ﺟﻬﺖ ﺣﻔﺎﻇﺖ ﮔﻴﺎﻫﺎن در ﻣﻘﺎﺑﻞ ﺗـﻨﺶﻫـﺎي ﻣﺤﻴﻄﻲ‬ ‫ﻋﻨﻮان ﻧﻤﻮدهاﻧﺪ‪ .‬اﺷﺮف و ﻋﻠﻲ )‪(Ashraf and Ali, 2005‬‬ ‫ﻣﺸﺎﻫﺪه ﻛﺮدﻧﺪ ﻛﻪ ﺗﻨﺶ ﺷـﻮري ﺳـﺒﺐ اﻓـﺰاﻳﺶ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ‬ ‫آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز در ﺑـﺮگ ﻛﻠـﺰا و ﻛـﺎﻫﺶ آﺛﺎر ﻣﺨـﺮب‬ ‫ﺗـﻨﺶ ﺷﻮري ﺷﺪ‪ .‬ﻣﻠﻮﻧﻲ و ﻫﻤﻜﺎران ) ‪Meloni et al.,‬‬ ‫‪ (2008‬ﺑـﺎ ﻣﻄﺎﻟﻌـﻪ ﭘﻨﺒـﻪ در ﺷـﺮاﻳﻂ ﺗـﻨﺶ ﺷﻮري‬ ‫ﻣﺸﺎﻫﺪه ﻛﺮدﻧﺪ ﻛﻪ اﻓﺰاﻳﺶ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ ﺗﺤـﺖ ﺗـﺄﺛﻴﺮ‬ ‫ﺗﻨﺶ ﺷﻮري ﻣﻨﺠﺮ ﺑﻪ ﻛﺎﻫﺶ ﻣﻴﺰان ‪ H2O2‬و ﻛﺎﻫﺶ‬ ‫ﺗﺨﺮﻳﺐ ﻏﺸﺎﻫﺎي ﺳﻠﻮﻟﻲ و آﺳـﻴﺐ دﻳـﺪﮔﻲ ﮔﻴﺎه ﭘﻨﺒﻪ ﺷﺪ‪.‬‬ ‫در آزﻣﺎﻳﺶ ﺣﺎﺿﺮ ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﺷﻮري در ﻣﻘﺎﻳﺴﻪ ﺑﺎ‬ ‫ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس‪ ،‬در ﺑﺎﻻﺗﺮﻳﻦ ﺳـﻄﺢ ﺗـﻨﺶ ﺷﻮري ﺑﻴﺸﺘﺮﻳﻦ‬ ‫ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز و ﻛﻤﺘﺮﻳﻦ ﻣﻴﺰان ‪ H2O2‬را‬ ‫داﺷﺘﻨﺪ‪ .‬ﺳﺎرﻳﺎم و ﻫﻤﻜﺎران )‪(Sariam et al., 2004‬‬ ‫ﮔﺰارش ﻛﺮدﻧﺪ ﻛﻪ ﺗﺠﻤـﻊ ﻳﻮن ﺳﺪﻳﻢ ﺗﺤﺖ ﺗﺄﺛﻴﺮ ﺗﻨﺶ‬ ‫ﺷﻮري در ارﻗﺎم ﮔﻨﺪم ﻣﻨﺠﺮ ﺑﻪ اﻓـﺰاﻳﺶ ﺗﺨﺮﻳﺐ ﻏﺸﺎﻫﺎي‬ ‫ﺳﻠﻮﻟﻲ ﺷﺪ‪ ،‬در ﺣﺎﻟﻲ ﻛﻪ ﺗﺤﻘﻴﻘﺎت ﻧﺸﺎن داده اﺳﺖ ﻛـﻪ‬ ‫آﻧـﺰﻳﻢ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز ﻧﻘﺶ ﺑﻪﺳﺰاﻳﻲ در ﻛﺎﻫﺶ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ‬ ‫رادﻳﻜـﺎلﻫـﺎي آزاد اﻛﺴـﻴﮋن ﻧﺎﺷﻲ از ﺗﻨﺶ ﺷﻮري و ﺗﺠﻤﻊ‬ ‫ﻳﻮن ﺳﺪﻳﻢ در ﺑـﺮگ و رﻳﺸﻪ ﮔﻴﺎﻫـﺎن زراﻋـﻲ دارد‪ .‬در اﻳﻦ‬ ‫ﺗﺤﻘﻴﻖ ﻧﻴﺰ آﻧﺰﻳﻢ ‪ POD‬در رﻗﻢ ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺳﺮﻳﻊﺗﺮ از رﻗﻢ‬ ‫ﺣﺴﺎس اﻓﺰاﻳﺶ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ داﺷﺖ‪ .‬ﺑﻪ ﻃﻮر ﺣﺘﻢ اﻓﺰاﻳﺶ‬ ‫ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺎﺳﺨﻲ از ﺟﺎﻧﺐ ﮔﻴﺎه ﺑﻪ اﻓﺰاﻳﺶ ‪ROS‬ﻫﺎ‬ ‫اﺳﺖ‪ .‬اﻟﺒﺘﻪ ﺑﺎﻳﺪ ﺗﻮﺟﻪ داﺷﺖ ﻛﻪ ﻣﻜﺎﻧﻴﺴﻢﻫﺎي آﻧﺰﻳﻤﻲ و‬ ‫ﻏﻴﺮ آﻧﺰﻳﻤﻲ ﻣﺘﻌﺪدي در ﻣﻘﺎوﻣﺖ ﻳﺎ ﺣﺴﺎﺳﻴﺖ ﮔﻴﺎﻫﺎن ﺑﻪ‬ ‫ﺗﻨﺶ ﺷﻮري دﺧﺎﻟﺖ دارﻧﺪ‪ .‬ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ‪ POD‬ﺑﻪ ﻋﻨﻮان‬ ‫ﻳﻜﻲ از آﻧﺰﻳﻢﻫﺎي اﺻﻠﻲ در ﺳﻢ زداﻳﻲ ‪) ROSs‬ﺑﻪ ﻃﻮر‬ ‫ﺧﺎص ‪ (H2O2‬ﺗﺤﺖ ﺗﻨﺶﻫﺎي ﻣﺤﻴﻄﻲ ﺑﻪ وﻳﮋه ﺷﻮري‬ ‫اﻓﺰاﻳﺶ ﻣﻲﻳﺎﺑﻨﺪ ) ;‪Vaidyanathan, et al., 2003‬‬ ‫‪ .(Kumar, et al., 2009‬ﺑﺎ ﺗﻮﺟﻪ ﺑﻪ ﻧﻘﺶ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ در‬


‫ﻣﻘﺎﺑﻞ ﺗﻨﺶ اﻛﺴﻴﺪاﺗﻴﻮ ﻣﻲﺗﻮان اﺳﺘﻨﺒﺎط ﻛﺮد ﻛﻪ اﻓﺰاﻳﺶ‬ ‫ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ ﺑﺎﻋﺚ ﻛﺎﻫﺶ آﺛﺎر ﺗﻨﺶ اﻛﺴﻴﺪاﺗﻴﻮ و‬ ‫ﺑﻬﺒﻮد وﺿﻌﻴﺖ ﮔﻴﺎه در ﺗﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﺗﻨﺶ ﻣﻲﺷﻮد ) ‪Sairam,‬‬ ‫‪ .(et al., 2002‬ﻣﺤﻘﻘﻴﻦ دﻳﮕﺮ ﻧﻴﺰ ﮔﺰارش ﻛﺮدﻧﺪ ﻛﻪ‬ ‫ﺗﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﺷﻮري ﻣﻲﺗﻮاﻧﺪ در ﻧﺘﻴﺠﻪ اﻓﺰاﻳﺶ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ ﺳﻴﺴﺘﻢ‬ ‫دﻓﺎع آﻧﺰﻳﻤﻲ آﻧﺘﻲ اﻛﺴﻴﺪاﻧﻲ ﺑﻬﺒﻮد ﻳﺎﺑﺪ ) ‪Hernandez et‬‬ ‫‪.(al., 2003; Stepien and Klobus, 2005‬‬ ‫ﺑﻴﺎن ﻧﺴﺒﻲ دو ژن ‪ Prx‬و ‪ GPX‬ﻧﻴﺰ در اﻳﻦ ﺗﺤﻘﻴﻖ‬ ‫اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ‪ GPXs .‬و ‪ Prxs‬آﻧﺰﻳﻢﻫﺎي ﺟﺎﻳﮕﺰﻳﻦ ﺑﺮاي‬ ‫ﺣﺬف ‪ H2O2‬ﻫﺴﺘﻨﺪ‪ .‬ﻋﻤﻠﻜﺮد اﺻﻠﻲ ‪ GPXs‬اﺣﻴﺎي‬ ‫ﻓﺴﻔﻮﻟﻴﭙﻴﺪ ﻫﻴﺪروﻛﺴﻲ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪ ﺑﻪ ﺷﻜﻞ اﻟﻜﻞ ﻣﺮﺑﻮﻃﻪ ﺑﺎ‬ ‫اﺳﺘﻔﺎده از ﺗﻴﻮردوﻛﺴﻴﻦﻫﺎ )‪ (TRX‬ﺑﻪﻋﻨﻮان اﻫﺪا ﻛﻨﻨﺪه‬ ‫اﻟﻜﺘﺮون ﻣﻲﺑﺎﺷﺪ )‪ .(Navrot et al., 2006‬اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢﻫﺎ‬ ‫ﻣﻲﺗﻮاﻧﻨﺪ ‪ H2O2‬را در ﭼﺮﺧﻪ آﺳﻜﻮرﺑﺎت‪ -‬ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻮن ﻧﻴﺰ‬ ‫ﻣﻬﺎر ﻛﻨﻨﺪ )‪ .(Foyer et al., 1997‬در اﻳﻦ ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ‪ ،‬ﻣﻴﺰان‬ ‫ﭘﺮوﻛﺴﻲ ردوﻛﺴﻴﻦ در ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﻣﺮاﺗﺐ ﺑﻴﺸﺘﺮ از‬ ‫ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس ﺑﻮد‪ .‬در ﻣﻄﺎﻟﻌﺎت ﻗﺒﻠﻲ ﻧﻴﺰ ﺑﺮاي ‪،Prxs‬‬ ‫ﻧﻘﺶﻫﺎي ﻣﺨﺘﻠﻔﻲ در ﺳﻠﻮلﻫﺎﻳﻲ ﻛﻪ در ﻣﻌﺮض ﺗﻨﺶﻫﺎي‬ ‫زﻳﺴﺘﻲ و ﻏﻴﺮ زﻳﺴﺘﻲ ﻗﺮار ﮔﺮﻓﺘﻪاﻧﺪ ﺗﻌﻴﻴﻦ ﺷﺪه اﺳﺖ‪ .‬ﺑﻪ‬ ‫ﻃﻮر ﺧﺎص‪ ،‬ﻋﻤﻠﻜﺮد آﻧﻬﺎ‪ ،‬دﻓﺎع آﻧﺘﻲ اﻛﺴﻴﺪاﻧﻲ‪ ،‬ﺳﻢزداﻳﻲ‬ ‫‪ ROS‬و ‪ ،RNS‬اﻟﻘﺎي ﻋﻼﻣﺖ در ﺣﻴﻦ ﺗﻨﺶ اﻛﺴﻴﺪاﺗﻴﻮ و‬ ‫دﻓﺎع در ﺑﺮاﺑﺮ ﻋﻮاﻣﻞ ﺑﻴﻤﺎريزاي ﮔﻴﺎﻫﻲ اﺳﺖ ) ‪Rouhier‬‬ ‫‪.(and Jacquot, 2005; Tripathi et al., 2009‬‬ ‫ﺑﺎزﺳﺎزي ﺷﻜﻞ اﺣﻴﺎء ﺷﺪه ‪ Prx‬ﺗﻮﺳﻂ ﺳﻴﺴﺘﻢﻫﺎي اﺣﻴﺎء‬ ‫ﻛﻨﻨﺪه ﻣﺨﺘﻠﻒ )ﺷﺎﻣﻞ ‪ ،Grx ،Trx‬ﺳﻴﻜﻠﻮﻓﻴﻦ در‬ ‫ﺳﻴﺴﺘﻢﻫﺎي ﻳﻮﻛﺎرﻳﻮﺗﻴﻚ و ‪ AhpF‬و ‪ AhpD‬در ﺑﺎﻛﺘﺮيﻫﺎ(‬ ‫اﻧﺠﺎم ﻣﻲﮔﻴﺮد و از اﻳﻦرو ﺟﺎي ﺗﻌﺠﺐ ﻧﺪارد ﻛﻪ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ‬ ‫ژن در ﮔﻴﺎه در ﺣﻴﻦ ﺗﻨﺶ اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﺑﺪ ) ‪Tripathi et al.,‬‬ ‫‪2009; Bhatt and Tripathi, 2011; Fomenko et‬‬ ‫‪ .(al., 2011‬در ﻣﺠﻤﻮع ﮔﻴﺎﻫﺎن ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﺷﻮري ﻣﻴﺰان‬

‫ﺑﻴﺎن ژن ‪ Prx‬ﺑﻴﺸﺘﺮي از ﺧﻮد ﻧﺸﺎن دادﻧﺪ‪ .‬اﻳﻦ ﻣﺴﺎﻟﻪ را‬ ‫ﻣﻲﺗﻮان ﺑﻪ ﻧﻘﺶ اﻳﻦ ژن در ﻛﺎﻫﺶ ﭘﺮوﺗﺌﻴﻦ ‪ ATP‬ﺳﻨﺘﺎز‪،‬‬ ‫ﻛﺎﻫﺶ اﻛﺴﻴﺪاﺳﻴﻮن اﺳﻜﻮرﺑﻴﺖ و ﻛﺎﻫﺶ ﺗﺨﺮﻳﺐ‬ ‫ﭘﺮوﺗﺌﻴﻦﻫﺎي ﻣﻴﺘﻮﻛﻨﺪرﻳﺎﻳﻲ و ﻛﻠﺮوﭘﻼﺳﺘﻲ در ﺣﻴﻦ ﺗﻨﺶ‬ ‫ﻧﺴﺒﺖ داد ) ‪Baier and Diekz, 1999; Baier et al.,‬‬ ‫‪ .(2000‬اﻳﻦ ﻧﺘﺎﻳﺞ ﻧﺸﺎن ﻣﻲدﻫﺪ ﻛﻪ ﺳﻴﺴﺘﻢ دﻓﺎﻋﻲ ﮔﻴﺎه‬ ‫ﻧﻴﺎز ﺑﻪ ﺳﻄﺢ ﺑﺎﻻﻳﻲ از ‪ Prx‬ﺟﻬﺖ ﻣﺤﺎﻓﻈﺖ از ﺳﻠﻮلﻫﺎ در‬ ‫ﻣﻘﺎﺑﻞ ﺗﻨﺶ اﻛﺴﻴﺪاﺗﻴﻮ دارد و ﻳﻜﻲ از ﻋﻮاﻣﻞ ﺣﺴﺎﺳﻴﺖ ﺑﻪ‬ ‫ﺗﻨﺶ‪ ،‬ﻛﺎﻫﺶ ﻣﻴﺰان ‪ Prx‬در ﺳﻠﻮلﻫﺎي ﮔﻴﺎﻫﻲ اﺳﺖ‪ .‬ﺑﺮ‬ ‫اﺳﺎس ﻣﻄﺎﻟﻌﺎت اﺧﻴﺮ‪ ،‬اﻋﻀﺎي ﺧﺎﻧﻮاده ‪ ،Prx‬ﭘﺮوﺗﺌﻴﻦ ﭼﻨﺪ‬


‫ﻣﻨﻈﻮرهاي را رﻣﺰﮔﺬاري ﻣﻲﻛﻨﻨﺪ ﻛﻪ ﻣﻲﺗﻮاﻧﻨﺪ ﺑﻪ ﻋﻨﻮان‬ ‫ﺗﻨﻈﻴﻢﻛﻨﻨﺪه اﻧﺘﻘﺎل ﻋﻼﻣﺖ‪ ،‬ﭼﭙﺮونﻫﺎي ﻣﻮﻟﻜﻮﻟﻲ و ﺗﻨﻈﻴﻢ‬ ‫ﻛﻨﻨﺪه ﭘﺎﺳﺦ ﺑﻪ آﺳﻴﺐ ﺑﻪ ‪ DNA‬ﺗﺤﺖ ﺗﻨﺶ اﻛﺴﻴﺪاﺗﻴﻮ در‬ ‫ﻣﺨﻤﺮ و ﮔﻴﺎﻫﺎن ﻋﻤﻞ ﻛﻨﻨﺪ ) ‪Morgan and Veal,‬‬ ‫‪.(2007; Fomenko et al., 2011‬‬ ‫ﻧﺘﺎﻳﺞ اﻳﻦ آزﻣﺎﻳﺶ ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن ژن‬ ‫ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻮن ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز )‪ (OsGpx‬در رﻳﺸﻪ ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﻪ‬ ‫ﻧﺤﻮ ﭼﺸﻢﮔﻴﺮي ﺑﻴﺸﺘﺮ از ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس ﺑﻮد ﻛﻪ وﺳﻌﺖ ﻋﻤﻞ‬ ‫و اﻫﻤﻴﺖ اﻳﻦ ژن را ﻧﺸﺎن ﻣﻲدﻫﺪ‪ .‬ﺑﺎ ﺗﻮﺟﻪ ﺑﻪ اﻧﺤﺼﺎري‬ ‫ﺑﻮدن ﻧﻘﺶ اﻳﻦ ژن در اﺣﻴﺎء ﻣﺴﺘﻘﻴﻢ ﻓﺴﻔﻮﻟﻴﭙﻴﺪ ﻫﻴﺪروژﻧﺎز‬ ‫و ﻛﻤﭙﻠﻜﺲ ﻫﻴﺪروﭘﺮوﻛﺴﻲ ﺑﺮاي ﺣﻔﺎﻇﺖ ﻏﺸﺎي ﺳﻠﻮﻟﻲ در‬ ‫ﺑﺮاﺑﺮ ﺗﻨﺶ اﻛﺴﻴﺪاﺗﻴﻮ )از اﻳﻦرو‪GPX ،‬ﻫﺎ ﻏﺸﺎي ﺳﻠﻮﻟﻲ را‬ ‫از آﺳﻴﺐ اﻛﺴﻴﺪاﺗﻴﻮ ﻣﺼﻮن ﻧﮕﻪ داﺷﺘﻪ و از اﻳﻦ ﻃﺮﻳﻖ‬ ‫ﺗﻤﺎﻣﻴﺖ ﺳﻠﻮل را ﺣﻔﻆ ﻣﻲﻛﻨﻨﺪ(‪ ،‬ﮔﺴﺘﺮدﮔﻲ ﺣﻀﻮر اﻳﻦ‬ ‫ژن در اﻧﺪامﻫﺎي ﻣﺨﺘﻠﻒ ﺗﻮﺟﻴﻪﭘﺬﻳﺮ ﺑﻪ ﻧﻈﺮ ﻣﻲرﺳﺪ‪ .‬آﻧﻬﺎ‬ ‫ﻣﻲﺗﻮاﻧﻨﺪ ﺑﺎ ﻣﻬﺎر ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪ در ﭘﺎﺳﺦ ﺑﻪ ﻫﺮ دو ﺗﻨﺶ زﻳﺴﺘﻲ‬ ‫و ﻏﻴﺮ زﻳﺴﺘﻲ ﻧﻘﺸﻲ اﺳﺎﺳﻲ اﻳﻔﺎ ﻣﻲﻛﻨﻨﺪ ) ‪Navrot et al.,‬‬ ‫‪ .(2006‬اﻳﻦ ﻣﻮﺿﻮع در ﺳﺎﻳﺮ ﭘﮋوﻫﺶﻫﺎ ﻧﻴﺰ ﮔﺰارش ﺷﺪه‬ ‫اﺳﺖ )‪.(Herbette et al., 2002; Jung et al., 2002‬‬ ‫ﻧﺘﺎﻳﺞ ﺑﺮﺧﻲ ﻣﻄﺎﻟﻌﺎت ﻧﺸﺎن داده اﺳﺖ ﻛﻪ آﻧﺰﻳﻢﻫﺎي‬ ‫واﺟﺪ ﺑﺨﺶ ﭘﺮوﺗﺌﻴﻨﻲ ﺗﻴﻮل ﻧﻘﺶ ﻣﻬﻤﻲ در واﻛﻨﺶ ﺑﻪ‬ ‫رادﻳﻜﺎلﻫﺎي ﻓﻌـﺎل اﻛﺴﻴﮋن دارﻧﺪ ) ‪Foyer and Noctor,‬‬ ‫‪ .(2005; Larkindale et al., 2005‬از ﻣﻬـﻢﺗـﺮﻳﻦ اﻳـﻦ‬ ‫آﻧـﺰﻳﻢﻫـﺎ ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻮن ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز اﺳﺖ ﻛﻪ ﻧﻘﺶ ﻣﻬﻤﻲ در‬ ‫ﻣﻘﺎﺑﻠﻪ ﺑﺎ ﺗﻨﺶ اﻛـﺴﻴﺪاﺳﻴﻮﻧﻲ و اﻳﺠـﺎد ﺗﻌـﺎدل ﺑـﻴﻦ‬ ‫رادﻳﻜﺎلﻫﺎي آزاد اﻛﺴﻴﮋن دارد‪ .‬ﭼﻨﻴﻦ ﻧﻘﺸﻲ ﻣﻤﻜﻦ اﺳﺖ‬ ‫ﺑﻪ ﻃﻮر ﻣﺴﺘﻘﻴﻢ ﺑﺎ واﻛﻨﺶ ﺑـﺪون واﺳـﻄﻪ ﻳـﺎ از ﻃﺮﻳﻖ ﺳﺎز‬ ‫و ﻛﺎر آﻧﺰﻳﻤﻲ ﺑﺎ ﻛﺎﻫﺶ ﻏﻠﻈﺖ ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪ ﻫﻴﺪروژن ﺻﻮرت‬ ‫ﮔﻴﺮد ) ‪Anne and Bruno, 1997; Pitzschke et al.,‬‬ ‫‪ .(2006‬ﺷﻮاﻫﺪ روﺷﻨﻲ ﻣﺒﻨﻲ ﺑﺮ ﺗﺄﺛﻴﺮ ﻏﻠﻈﺖ ‪ H2O2‬ﺑـﺮ‬ ‫ﻣﻴـﺰان ﻓﻌﺎﻟﻴـﺖ آﻧـﺰﻳﻢ ﮔﻠﻮﺗـﺎﺗﻴﻮن ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز وﺟﻮد دارد‪.‬‬ ‫اﻳﻦ ﻣﻮﺿﻮع ﺗﻮﺳﻂ اﺳﻤﻴﺖ و ﻫﻤﻜﺎران ) ‪Smith et al.,‬‬ ‫‪ (1984‬در آزﻣﺎﻳـﺸﻲ روي ﻣﻮﺗﺎﻧـﺖﻫﺎي ﻓﺎﻗﺪ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ ﻧﺴﺒﻲ‬ ‫آﻧﺰﻳﻢ ﻛﺎﺗﺎﻻز )آﻧﺰﻳﻢ ﻓﻌﺎل ﻛﺎﻫﺶدﻫﻨﺪه ‪ (H2O2‬ﺑﺮرﺳﻲ ﺷﺪ‪.‬‬ ‫در ﺳﺎﻳﺮ ﻣﻄﺎﻟﻌﺎت ﻧﻴﺰ ﻣﺸﺨﺺ ﺷﺪه اﺳﺖ ﻛﻪ در ﺑﺮگ ﺑﺮﻧﺞ‬ ‫ﺗﺤﺖ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري‪ ،‬ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ ‪ GPX ،POD ،SOD‬و ‪APX‬‬ ‫ﺗﺮﺟﻴﺤﺎً اﻓﺰاﻳﺶ و ‪ CAT‬ﻛﺎﻫﺶ ﻣﻲﻳﺎﺑﺪ ) ‪Lee et al.,‬‬ ‫‪ .(2001‬ﮔﻮﺳ‪‬ﺖ و ﻫﻤﻜﺎران )‪ (Gossett et al., 1994‬ﻧﻴﺰ‬ ‫ﮔﺰارش ﻛﺮدﻧﺪ ﻛﻪ در ﭘﻨﺒﻪ‪ ،‬ﺷﻮري ﺑﺎﻋﺚ اﻓﺰاﻳﺶ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ‬ ‫‪ GPX‬و ‪ GR‬و ﻛﺎﻫﺶ ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ ‪ CAT‬و ‪ APX‬ﺷﺪ‪ .‬در اﻳﻦ‬


‫ﭘﮋوﻫﺶ اﻓﺰاﻳﺶ ﻏﻠﻈﺖ ‪ H2O2‬در ﻣﻮﺗﺎﻧﺖﻫﺎي ﻣﻮرد ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ‬ ‫ﺑﺎ اﻓﺰاﻳﺶ ﻏﻠﻈﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻮن ﭘﺮاﻛـﺴﻴﺪاز ﻫﻤـﺮاه ﺑﻮد‪.‬‬ ‫در ﻳﻚ آزﻣﺎﻳﺶ ﺗﻜﻤﻴﻠﻲ‪ ،‬اﺳﭙﺮي ﺗﺮﻛﻴﺒﺎت ﻣﻤﺎﻧﻌﺖ ﻛﻨﻨﺪه‬ ‫ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﻛﺎﺗﺎﻻز روي ﺑﺮگ ﮔﻴﺎﻫﺎن ﺟﻮ‪ ،‬ﺳﻮﻳﺎ و ﺗﻨﺒﺎﻛﻮ‪،‬‬ ‫ﺑﺎ اﻓﺰاﻳﺶ ﻣﻴﺰان ‪ H2O2‬ﻣﻨﺠﺮ ﺑﻪ ﺑﺎﻻ رﻓﺘﻦ ﻣﻴﺰان ﻏﻠﻈﺖ و‬ ‫ﻓﻌﺎﻟﻴـﺖ آﻧـﺰﻳﻢ ﮔﻠﻮﺗـﺎﺗﻴﻮن ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز ﺷﺪ ) ‪Smith,‬‬ ‫‪ .(1985‬در ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ﺣﺎﺿﺮ ﻧﻴﺰ روﻧﺪ ﻣﺸﺎﺑﻬﻲ ﻣﻼﺣﻈﻪ ﺷﺪ‪،‬‬ ‫ﺑﺪﻳﻦ ﺗﺮﺗﻴﺐ ﻛﻪ در ﻫﺮ دو رﻗﻢ ﺣﺴﺎس و ﻣﻘﺎوم ﺑﺎ اﻓﺰاﻳﺶ‬ ‫ﻣﻴﺰان ‪ ،H2O2‬ﻣﻴﺰان آﻧﺰﻳﻢ ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻮن ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز ﺑﻪ ﻧﺤﻮ‬ ‫ﭼﺸﻢﮔﻴﺮي اﻓﺰاﻳﺶ ﻳﺎﻓﺖ و ﭘﺲ از ﻛﺎﻫﺶ ﻣﻘﺪار ‪H2O2‬‬ ‫ﻣﻘﺎدﻳﺮ آﻧﺰﻳﻢ ﻧﻴﺰ ﻛﺎﻫﺶ ﻳﺎﻓﺖ‪ .‬اﻳﻦ ﺣﺎﻟﺖ ﻧﻘﺶ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ در‬ ‫ﺳﻢزداﻳﻲ ﮔﻮﻧﻪﻫﺎي اﻛﺴﻴﮋن ﻓﻌﺎل را ﺑﻪ ﺧﻮﺑﻲ ﻧﺸﺎن‬ ‫ﻣﻲدﻫﺪ‪ .‬ﭘﺮاﻛﺴﻲ ردوﻛﺴﻴﻦ ﻧﻴﺰ ﺣﺎﻟﺖ ﻣﺸﺎﺑﻬﻲ ﺑﺎ ژن ﻗﺒﻠﻲ‬ ‫داﺷﺖ و اﻓﺰاﻳﺶ در ﻣﻴﺰان ‪ H2O2‬ﻣﻴﺰان اﻳﻦ ژن را اﻓﺰاﻳﺶ‬ ‫داد‪ .‬اﻳﻦ ژن ﻧﻴﺰ در ﻣﻄﺎﻟﻌﺎت ﻗﺒﻠﻲ ﺑﻪﻋﻨﻮان ﻳﻚ ﻋﺎﻣﻞ‬ ‫ﺳﻢزداي ﻗﻮي ﮔﻮﻧﻪﻫﺎي ﻓﻌﺎل اﻛﺴﻴﮋن ﻣﻌﺮﻓﻲ ﺷﺪه اﺳﺖ‪.‬‬ ‫ﻧﺘﻴﺠﻪﮔﻴﺮي ﻛﻠﻲ‬ ‫ﻧﺘﺎﻳﺞ اﻳﻦ ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﺷﻮري‬ ‫ﺑﻮﻣﻲ و اﺻﻼح ﺷﺪه ﺑﺮﻧﺞ اﻳﺮاﻧﻲ ﻫﻤﺎﻧﻨﺪ رﻗﻢ ﻣﺘﺤﻤﻞ‬ ‫‪ FL478‬از ﻧﻈﺮ ﻣﻴﺰان ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ آﻧﺰﻳﻢ ﭘﺮاُﻛﺴﻴﺪاز از اﻟﮕﻮي‬ ‫ﺗﻘﺮﻳﺒﺎً ﻣﺸﺎﺑﻬﻲ ﭘﻴﺮوي ﻛﺮدﻧﺪ‪ .‬ﺗﺤﺖ ﺷﺮاﻳﻂ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري‬ ‫ﻓﻌﺎﻟﻴﺖ اﻳﻦ آﻧﺰﻳﻢ در ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس ﻧﺴﺒﺖ ﺑﻪ ارﻗﺎم ﻣﻘﺎوم‬ ‫ﺑﻴﺶﺗﺮ ﺑﻮد‪ .‬ﺑﺮرﺳﻲ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن ژنﻫﺎي ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻮن‬ ‫ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز )‪ (OsGpx‬و ﭘﺮاﻛﺴﻲ ردوﻛﺴﻴﻦ )‪ (OsPrx‬در‬ ‫ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ و ﺣﺴﺎس ﻧﻴﺰ ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ﺑﻴﺎن ژن‬ ‫ﮔﻠﻮﺗﺎﺗﻴﻮن ﭘﺮاﻛﺴﻴﺪاز در ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ و ﺣﺴﺎس در ﺳﺎﻋﺎت‬ ‫اوﻟﻴﻪ ﺗﻨﺶ اﺗﻔﺎق اﻓﺘﺎد‪ ،‬در ﺣﺎلﻛﻪ ﺑﻴﺎن ژن ﭘﺮاُﻛﺴﻲ‬ ‫ردوﻛﺴﻴﻦ در ﺳﺎﻋﺎت اﻧﺘﻬﺎﻳﻲ ﺗﻨﺶ ﺻﻮرت ﮔﺮﻓﺖ‪ ،‬ﻫﺮ ﭼﻨﺪ‬ ‫ﻛﻪ ﻣﻴﺰان ﺑﻴﺎن اﻳﻦ ژن در ارﻗﺎم ﻣﺘﺤﻤﻞ ﺑﻪ ﻣﺮاﺗﺐ ﺑﻴﺸﺘﺮ از‬ ‫ارﻗﺎم ﺣﺴﺎس ﺑﻮد‪ .‬ﻋﻼوه ﺑﺮ آن‪ ،‬ﻧﺘﺎﻳﺞ ﻧﺸﺎن داد ﻛﻪ ﻛﺎرﻛﺮد‬ ‫ﻣﺠﻤﻮﻋﻪاي از آﻧﺰﻳﻢﻫﺎي آﻧﺘﻲ اﻛﺴﻴﺪاﻧﺖ ﻣﻲﺗﻮاﻧﺪ ﻣﻨﺠﺮ ﺑﻪ‬ ‫ﺳﻢزداﻳﻲ ﮔﻮﻧﻪﻫﺎي ﻓﻌﺎل اﻛﺴﻴﮋن ﺷﻮد و ﺑﻨﺎﺑﺮاﻳﻦ ﺑﻪ دﻟﻴﻞ‬ ‫اﻳﻨﻜﻪ ﻣﻜﺎﻧﻴﺴﻢﻫﺎي آﻧﺰﻳﻤﻲ و ﻏﻴﺮ آﻧﺰﻳﻤﻲ ﻣﺘﻌﺪدي در‬ ‫ﺗﺤﻤﻞ ﻳﺎ ﺣﺴﺎﺳﻴﺖ ﮔﻴﺎﻫﺎن ﺑﻪ ﺗﻨﺶ ﺷﻮري دﺧﺎﻟﺖ دارﻧﺪ‪،‬‬ ‫ﺟﻬﺖ درك ﻫﺮ ﭼﻪ ﺑﻬﺘﺮ ﻋﻮاﻣﻞ ﺳﻢزداي ‪ ROS‬ﺑﺎﻳﺴﺘﻲ‬ ‫ﻣﻄﺎﻟﻌﻪ ﺟﺎﻣﻌﻲ روي ﻛﻞ ﺳﻴﺴﺘﻢ آﻧﺘﻲاﻛﺴﻴﺪاﻧﻲ ﮔﻴﺎه‬ ‫اﻧﺠﺎم ﺷﻮد‪.‬‬



References Akhani, H. and Ghorbanli, M. 1993. A contribution to the halophytic vegetable and flora of Iran. In: Leith, H. and Almasson, A. A. (Eds.). Towards the rational use of high salinity tolerant. Vol. 1. Kluwer Academic Publishers. Anne, C. L. and Bruno, T. 1997. Glutathiowe-mediated regulation of ATP sulfurylase activity, SO42-, uptake and oxidative stress response in lntact canola roots. Plant Physiology 114: 177-183. Ashraf, M. and Ali, Q. 2008. Relative membrane permeability and activities of some antioxidant enzymes as the key determinants of salt tolerance in canola (Brassica napus L.). Environmental and Experimental Botany 63: 266-273. Beauchamp, C. and Fridovich, I. 1971. Superoxide dismutase: Improved assays and an assay applicable to acrylamide gels. Analytical Biochemistry 44 (1): 276-287. Bhatt, I., and Tripathi, B. N. 2011. Plant peroxiredoxins: catalytic mechanisms, functional significance and future perspectives. Biotechnology Advances 29 (6): 850-859. Baier, M. and Diekz, K. J. 1999. Protective function of chloroplast 2-Cys peroxiredoxin in photosynthesis: Evidence from transgenic Arabidopsis. Plant Physiology 119: 1407-1414. Baier, M., Noctor, G., Foyer, C. H. and Dietz, K. J. 2000. Antisense suppression of 2-cysteine peroxiredoxin in Arabidopsis specifically enhances the activities and expression of enzymes associated with ascorbate metabolism but not glutathione metabolism. Plant Physiology 124: 823-832. Chance, B. and Maehly A. C. 1955. Assays of catalases and peroxidases. In: Colowick, S. P. and Kaplan, N. O. (Eds.). Methods in enzymology. Academic Press, New York. pp: 764-775. Choukr, A. R. 1996. The potential halophytes in the development and rehabiliation of arid and semiarid zones: Halophytes and biosalin. Agriculture 5: 3-13. Ciarmiello, L. F., Woodrow, P., Fuggi, A., Pontecorvo, G. and Carillo, P. 2011. Plant genes for abiotic stress. In: Shanker, A. and Venkateswarlu, B. (Eds.). Abiotic stress in plants: Mechanisms and adaptations. InTech. pp: 284-308. Cramer, G. R., Urano, K., Delrot, S., Pezzotti, M. and Shinozaki, K. 2011. Effects of abiotic stress on plants: A systems biology perspective. BMC Plant Biology 11 (163): 1-14. Dietz, K. J. 2008. Redox signal integration: from stimulus to networks and genes. Plant Physiolology 133: 459-468. FAO. 2007. Food and Agriculture Organization of the United Nations. Statistics: FAOSTAT agriculture. from http://fao.org/crop/statistics. Fomenko, D. E., Koc, A., Agisheva, N., Jacobsen, M., Kaya, A., Malinouski, M., Rutherford, J. C., Siu, K. C., Jin, D. Y., Winqe, D. R. and Gladyshev, V. N. 2011. Thiol peroxidases mediate specific genome-wide regulation of gene expression in response to hydrogen peroxide. Proceedings of the National Academy of Sciences USA 108: 2729-2734. Foyer, C. H. and Noctor, G. 2005. Oxidant and antioxidant signaling in plants: A re-evaluation of the concept of oxidative stress in a physiological context. Plant, Cell and Environment 28: 1056-1071. Fry, I. V., Huflejt, M., Erber, W. W. A., Peschek, G. A. and Packer, L. 1986. The role of respiration during adaptation of the freshwater Cyanobacterium synechococcus 6311 to salinity. Archives of Biochemistry and Biophysics 244: 686-691. Gossett, D. R., Millhollon, E. P. and Lucas, M. C. 1994. Antioxidant response to NaCl stress in salt tolerant and salt sensitive cultivars of cotton. Crop Science 34: 706-714. Gregorio, G. B., Senadhira, D. and Mendoza R. 1997. Screening rice for salinity tolerance. IRRI. Discussion Paper No. 22. Los Banos, Philipines. Herbette, S., Lenne, C., Leblanc, N., Julien, J. L., Drevet, J. R. and Roeckel Drevet, P. 2002. Two GPX-like proteins from Lycopersicon esculentum and Helianthus annuus are antioxidant enzymes with phospholipid hydroperoxide glutathione peroxidase and thioredoxin peroxidase activities. European Journal of Biochemistry 269: 2414-2420. Hernandez, J. A., Aguilar, A. B., Portillo, B., Lopez-Gomez, E., Beneyto, J. M. and GarciaLegaz, M. F. 2003. The effect of calcium on the antioxidant enzymes from salt-treated loquat and anger plants. Functional Plant Biology 30: 1127-1137. Hernandez, J. A., Ferrer, M. A., Jimenez, A., Barcelo, A. R. and Sevilla F. 2001. Antioxidant systems and O2-/H2O2 production in the apoplast of pea leaves. Its relation with salt-induced necrotic lesions in minor veins. Plant Physiology 127: 817-831.



Horling, F., Koning, J. and Dietz, K. J. 2002. Type II peroxiredoxin C, a member of the peroxiredoxin family of Arabidopsis thaliana: Its expression and activity in comparison with other peroxiredoxins. Plant Physiology and Biochemistry 40: 491-499. Jana, S. and Choudhuri, M. 1981. Glycolate metabolism of three submerged aquatic angiosperms during aging. Aquatic Botany 12: 345-354. Jeanjean, R., Matthijs, H. C. P., Onana, B., Havaux, M. and Joset, F. 1993. Exposure of the cyanobacterium Synechocystis PCC6803 to salt stress induces concerted changes in respiration and photosynthesis. Plant and Cell Physiology 34: 1073-1079. Jung, B. G., Lee, K. O., Lee, S. S., Chi, Y. H., Jang, H. H. and Kang, S. S. 2002. A Chinese cabbage cDNA with high sequence identity to phospholipid hydroperoxide glutathione peroxidases encodes a novel isoform of thioredoxindependent peroxidase. The Journal of Biological Chemistry 277: 12572-12578. Kamali, E., Shahmohammadi Heydari, Z., Heydari, M. and Feyzi, M. 2011. Effects of irrigation water salinity and leaching fraction on soil chemical characteristic, grain yield, yield components and cation accumulation in safflower in Esfehan. Iranian Journal of Field Crops Science 6: 339-545. (In Persian with English Abstract). Kumar, V., Shriram, V., Nikam, T. D., Narendra, J., and Mahadeo, G. S. 2009. Antioxidant enzyme activities and protein profiling under salt stress in indica rice genotypes differing in salt tolerance. Archives of Agronomy and Soil Science 55: 379-394. Larkindale, J. D., Hall, J. R., Knight, M. and Vierling, E. 2005. Heat stress phenotypes of Arabidopsis mutants implicate multiple signaling sathways in the acquisition of thermo-tolerance. Plant Physiology 138: 882-897. Lee, D. H., Kim, Y. S. and Lee, C. B. 2001. The inductive responses of the antioxidant enzymes by salt stress in the rice (Oryza sativa L.). Journal of Plant Physiology 158: 737-745. Lin, C. C. and Kao C. H. 2001. Cell wall peroxidase activity, hydrogen peroxide level and NaClinhibited root growth of rice seedlings. Plant and Soil 230: 135-143. Marshall, O. J. 2004. PerlPrimer: Cross-platform, graphical primer design for standard, bisulphite and real-time PCR. Bioinformatics 20: 2471-2472. Meloni, D. A., Oliva, M. A., Martinez, C. A. and Cambraia, J. 2003. Photosynthesis and activity of superoxide dismutase, peroxidase and glutathione reductase in cotton under salt stress. Brazilian Journal of Plant Physiology 15: 12-21. Miao, Y., Lu, D., Wang, P., Wang, X. C., Chen, J., Miao, C. and Song, C. P. 2006. An Arabidopsis glutathione peroxidase functions as both a redox transducer and a scavenger in abscisic acid and drought stress responses. The Plant Cel 18: 2749-2766. Mika, A. and Luthje, S. 2003. Properties of guaiacol peroxidase activites isolated from root plasma membrane. Plant Physiology 132: 1489-1498. Mittler, R., Vanderauwera, S., Gollery, M. and Van Breusegem, F. 2004. Reactive oxygen gene network of plants. Trends in Plant Science 9: 490-498. Momeni, A. 2010. The geographic distribution of soil salinity levels in Iran. Iranian Journal of Soil Research 24: 203-215. (In Persian with English Abstract). Morgan, B. A. and Veal, E. A. 2007. Functions of typical 2-Cys peroxiredoxins in yeast. Subcell Biochemistry 44: 253-265. Moser, D., Nicholls, P., Wastyn, M. and Peschek, G. A. 1991. Acidic cytochrome c6 of unicellular cyanobacteria is an indispensable and kinetically competent electron donor to cytochrome oxidase in plasma and thylakoid membranes. International Journal of Biochemistry 24: 757-768. Navabian, M. and Aghajani, M. 2012. Evaluating the effect of fresh and saline water irrigation management on Hashemi rice yield. The Journal of Science and Technology of Agriculture and Natural Resources, Water and Soil Science 16: 45-54. (In Persian with English Abstract). Navrot, N., Collin, V., Gualberto, J., Gelhaye, E., Hirasawa, M., Rey, P., Knaff, D. B., Issakidis, E., Jacquot, J. P. and Rouhier, N. 2006. Plant glutathione peroxidases are functional peroxiredoxins distributed in several subcellular compartments and regulated during biotic and abiotic stresses. Plant Physiology 142: 1364-1379. Pitzschke, A., Forzani, C. and Hirt, H. 2006. Reactive oxygen species signaling in plants. Antioxidants and Redox Signaling 8: 1757-1764. Puri, Y. P. and Williams, W. A. 1985. Evaluation of yield components as selection criteria in barley breeding. Crop Science 22: 927-931.



Rouhier, N. and Jacquot, J. P. 2005. The plant multigenic family of thiol peroxidases. Free Radic Biol Med 38: 1413–1421. Sairam, R. K., Rao, K. V. and Srivastava, G. 2002. Differential response of wheat genotypes to long term salinity stress in relation to oxidative stress, antioxidant activity and osmolyte concentration. Plant Science 163: 1037-1046. Sariam, R. K. and Tyagi, A. 2004. Physiology and molecular biology of salinity stress tolerance in plants. Current Science 86 (3): 407-421 Singh, B. D. 2001. Plant breeding: Principles and methods. Kalyani Publisher. 898 p. Slesak, I., Miszalski, Z., Karpinska, B., Niewiadomska, E., Ratajczak, R. and Karpinski, S. 2002. Redox control of oxidative stress responses in the C-3-CAM intermediate plant Mesembryanthemum crystallinum. Plant Physiology and Biochemistry 40: 669-677. Smith, I. K., Kendall, A. C., Keys, A. J., Turner, J. C. and Lea, P. J. 1984. Increased levels of glutathione in a catalase-deficient mutant of barley (Hordeum vulgare L.). Plant Science Letters 37: 29-33. Smith, I. K. 1985. Stimulation of glutathione synthesis in photo respiring plants by catalase inhibitors. Plant Physiology 79: 1044-1047. Stepien, P. and Klobus, G. 2005. Antioxidant defense in the leaves of C3 and C4 plants under salinity stress. Physiologia Plantarum 125: 31-40. Tripathi, B. N., Bhatt, I. and Dietz, K. J. 2009. Peroxiredoxins: A less studied component of hydrogen peroxide detoxification in photosynthetic organisms. Protoplasma 235: 3-15. Vaidyanathan, H., Sivakumar, P., Chakrabarty, R. and Thomas, G. 2003. Scavenging of reactive oxygen species in NaCl stressed rice (Oryza sativa L.): Differential response in salt tolerant and sensitive cultivars. Plant Science 165: 1411-1418. Van Breusegem, F. and Dat, J. F. 2006. Reactive oxygen species in plant cell death. Plant Physiology 141: 384-390. Van Weert, F., Van der Gun, J. and Reckman, J. 2009. Global overview of saline groundwater occurrence and genesis. International Groundwater Resources Assessment Centre. 105 p.

Cereal Research Vol. 6, No. 1, Spring 2016 (15-30) University of Guilan Faculty of Agricultural Sciences

Biochemical characteristics and expression analysis of some oxidative pathway genes in rice (Oryza sativa L.) under salt stress conditions Mojtaba Kordrostami1, Babak Rabiei2* and Seyyed Hassan Hassani Kumleh3 Received: September 12, 2015

Accepted: January 9, 2016

Abstract In this research, the expression of glutathione peroxidase (OsGpx) and proxy redoxin (OsPrx) genes and content of H2O2 and guaiacol dependent peroxidase (POD) in Iranian local (Hassani and Anbarboo) and improved (Nemat and Khazar) rice varieties in response to 100 mM salt stress were assessed and compared to two well-known international salt tolerant (FL478) and sensitive (IR29) varieties as checks. The results showed that the activity of peroxidase (POD) was different in the studied cultivars at different times and it’s activity in sensitive cultivars was more than tolerant cultivars under salinity stress conditions. The results also showed that the activity of this enzyme reached its maximum at early hours of stress in the tolerant cultivars and at late hours in the susceptible ones. The highest gene expression of glutathione peroxidase (OsGpx) was observed in the roots of tolerant varieties at 6 hours after stress and then at 12, 24, 48 and 72 hours after stress significantly decreased. In contrast, the expression of this gene in susceptible varieties increased at all studied times, however the most expression was observed at 6 and 12 hours after salinity stress. The study of peroxy-redoxin (OsPrx) gene expression showed that at the early hours after stress, tolerant varieties did not show any change in the gene expression, but at the final hours of stress (72 hours) gene expression was significantly increased. However, there was no consistent pattern for this gene expression in the susceptible cultivars. The results showed that there was a direct relationship between reduction of H2O2 and increased activity of antioxidant enzymes and genes expression. The result of this research indicated that activity of a set of antioxidant enzymes can lead to detoxification of reactive oxygen species. Therefore, for better understanding the ROS detoxifier factors, a comprehensive study should be done on the antioxidant system. Keywords: Glutathione peroxidase, Guaiacol peroxidase, H2O2, Peroxy-redoxin

1. Ph. D. Candidate, Dept. of Agricultural Biotechnology, Faculty of Agricultural Science, University of Guilan, Rasht, Iran 2. Prof., Dept. of Agronomy and Plant Breeding and Agricultural Biotechnology, Faculty of Agricultural Sciences, University of Guilan, Rasht, Iran 3. Assist. Prof., Dept. of Agricultural Biotechnology, Faculty of Agricultural Science, University of Guilan, Rasht, Iran * Corresponding author: [email protected]